معلومة

هل يوجد موقع خروج (موقع إلكتروني) على الريبوسوم حقيقيات النوى؟


ذكر أحد أساتذتي شيئًا عن الموقع الإلكتروني (موقع الخروج لـ t-RNA) على ريبوسوم حقيقي النواة. كان هناك طالب في الفصل اعترض قائلاً إنه لا يوجد موقع إلكتروني على الريبوسومات حقيقية النواة ؛ إنه موجود فقط في الريبوسومات بدائية النواة. لقد حاولت العثور على مصدر موثوق لمعرفة من هو على حق ، ولكن حتى الآن الشيء الوحيد الذي وجدته هو جملة غامضة في مقالة ويكيبيديا ، والتي لا تبدو رسمية تمامًا.

هل يوجد بالفعل موقع إلكتروني على الريبوسوم حقيقي النواة؟


مقدمة: التفكير في تخليق البروتين

أتذكر الوقت الذي كان يوجد فيه موقعان فقط على الريبوسوم ، وعندما اتضح أنه كان هناك المزيد ، استاءت من الحاجة إلى جعل ملاحظاتي في المحاضرة ومساهمتي في كتاب نصي محترم أكثر تعقيدًا. لذلك أنا لست محبًا ولا خبيرًا في موقع الخروج ، ولكن إذا طُلب مني تخمين من كان على حق (حتى لو ، أو خاصة إذا كان الطالب مدعومًا من قبل علم الأحياء كامبل كما تخبرناCSharp) سأضع أموالي على 'دكتور جامعى'. لماذا ا؟ نظرًا لأن تخليق البروتين والريبوسوم قديم جدًا لدرجة أنه على الرغم من حدوث تغييرات في تخليق البروتينات حقيقية النواة ، فإن شيئًا أساسيًا مثل مواقع العملية الأساسية لن يتغير.

إجابة

نعم، فيرجينيا ، للريبوسوم حقيقيات النوى موقع خروج.

الدليل

على الرغم من أن طبعات الكتاب الموقر لم تعد تظهر ولم يعد بحثي يؤثر على التخليق الحيوي للبروتين ، ما زلت أجمع الأوراق حول هذا الموضوع باستخدام برنامجي الببليوغرافي. أحدث إصدار ذي صلة لدي هو بقلم خاطر وآخرون. من عند طبيعة سجية في عام 2015 بعنوان هيكل الإنسان 80S الريبوسوم.

حيث لا يمكن لجميع أعضاء القائمة الوصول إلى طبيعة سجية، بصفتي مشتركًا ، فقد سمحت لي بإعادة إنتاج قسم من الملخص (تأكيدي) وتوضيحًا ذا صلة:

هنا نبلغ عن التركيب شبه الذري لـ الريبوسوم البشري مشتق من مجهر إلكتروني عالي الدقة لجسيم واحد وبناء نموذج ذري. يبلغ متوسط ​​دقة الهيكل 3.6A ، ويصل إلى استبانة 2.9A في أكثر المناطق استقرارًا. يوفر رؤى غير مسبوقة في كيانات الحمض النووي الريبي الريباسي والسلاسل الجانبية للأحماض الأمينية ، ولا سيما مواقع ربط الحمض النووي الريبي للنقل والتفاعلات الجزيئية المحددة مع موقع الخروج الحمض الريبي النووي النقال.

تم إيداع خريطة cryo-EM والإحداثيات الذرية في EMDB وبنك بيانات البروتين تحت رموز الانضمام EMD-2938 و 4ug0 ، على التوالي.

أعترف أنني لم أجري بحثًا ولم أتدرب على الأدلة ، لكنني أعتقد أن هذا سيكون سؤالًا آخر.


رقم وفقا للصفحة 369 من الطبعة التاسعة من الكيمياء الحيوية بواسطة كامبل:

"تختلف بنية الريبوسوم حقيقية النواة من حيث عدم وجود موقع E ، فقط موقعان A و P."


تكشف بنية Ribosome-NatA أن مقاطع توسيع الرنا الريباسي تنسق أستلة N-terminal

غالبية البروتينات حقيقية النواة هي N-terminal α-acetylated بواسطة N-terminal acetyltransferases (NATs). عادة ما يحدث الأستلة بشكل مشترك ويكون للعيوب عواقب وخيمة. ومع ذلك ، فمن غير الواضح كيف تعمل هذه الإنزيمات بالتنسيق مع ترجمة الريبوسوم. هنا ، نقوم بالإبلاغ عن بنية مركب الريبوسوم-ناتا الأصلي من خميرة الخميرة. تعرض NatA (التي تضم Naa10 و Naa15 و Naa50) وضعًا فريدًا لتفاعل الريبوسوم عن طريق الاتصال بمقاطع توسيع الحمض النووي الريبي الريبوسومي الخاصة بحقيقيات النوى في ثلاث من أصل أربع بقع ربط. وبالتالي ، يتم وضع NatA ديناميكيًا مباشرة أسفل نفق الخروج الريبوسومي لتسهيل تعديل سلسلة الببتيد الوليدة الناشئة. الببتيدات الأمينية الميثيونين ، ولكن ليس المرافقات أو جسيمات التعرف على الإشارة ، ستكون قادرة على الارتباط بشكل متزامن. يعين هذا العمل وظيفة لأجزاء توسيع الحمض النووي الريبي الريبوزومية الغامضة حتى الآن ويوفر رؤى ميكانيكية لنضج البروتين المشترك عن طريق الأستلة N-terminal.


تثبيط استطالة الترجمة حقيقية النواة بواسطة سيكلوهكسيميد ولاكتيميدوميسين

على الرغم من أن مثبط تخليق البروتين سيكلوهيكسيميد (CHX) معروف منذ عقود ، إلا أن آلية عمله الدقيقة لا تزال غير مفهومة تمامًا. يُنظر إلى جزء الجلوتاريميد من CHX في عائلة من المنتجات الطبيعية ذات الصلة بنيوياً بما في ذلك ميجراستاتين ، أيزوميغراستاتين ولاكتيميدوميسين (LTM). وجدنا أن LTM و isomigrastatin و النظير لها تأثير قوي مضاد للتكاثر على خطوط الخلايا السرطانية و تمنع الترجمة بشكل انتقائي. كشفت دراسة مقارنة منهجية لتأثيرات CHX و LTM على تخليق البروتين كلاً من أوجه التشابه والاختلاف بين المثبطين. تم العثور على كل من LTM و CHX لمنع خطوة الانتقال في الاستطالة. كشفت تجارب البصمة عن حماية نيوكليوتيد سيتيدين واحد (C3993) في الموقع الإلكتروني للوحدة الفرعية الريبوزومية 60S ، وبالتالي تحديد جيب ربط مشترك للمثبطين في الريبوسوم. تلقي هذه النتائج ضوءًا جديدًا على الآلية الجزيئية لتثبيط استطالة الترجمة بواسطة كل من CHX و LTM.


النتائج

استخراج هيكل نفق خروج الريبوسوم

قمنا بتجميع وتحليل هياكل الريبوسوم المتاحة للجمهور التي تم الحصول عليها من التصوير البلوري للأشعة السينية وعلم البلورات بالأشعة السينية (انظر قسم "المواد والأساليب" والجدول 1). شكلت هذه الهياكل الحديثة (9 نُشرت في عام 2017) 20 كائنًا مختلفًا ، بما في ذلك 2 عتائق و 2 عضيات و 8 بكتيريا و 8 حقيقيات النوى. جاءت معظم هذه الهياكل (16 من 20) من خرائط cryo-EM ، بمتوسط ​​دقة 3.74 Å ، وكان متوسط ​​دقة هياكل الأشعة السينية 2.92 Å. مكررات من الإشريكية القولونية ، Thermus thermophilus و الانسان العاقل تم أيضًا تضمين هياكل الريبوسوم في تحليلنا لفحص متانة نتائجنا (انظر البيانات التكميلية). لكل هيكل ، طبقنا إجراءً موصوفًا في قسم `` المواد والطرق '' وموضح في الشكل 1 لاستخراج هندسة نفق الخروج من الريبوسوم ، المشفرة كمجموعة من الإحداثيات التي تصف مسار خط الوسط ونصف قطر النفق عند كل نقطة من خط الوسط. عند الحصول على هذه البيانات ، قمنا بفحص جودة كل إعادة بناء نفق من خلال مقارنة درجة ملاءمة الكثافة (انظر قسم "المواد والأساليب") بين المخلفات الموجودة بالقرب من النفق وبقية الهيكل. أظهرت جميع الهياكل في مجموعة البيانات الخاصة بنا زيادة في درجة ملاءمة الكثافة لمخلفات الأنفاق ، مما يشير إلى الجودة الجيدة للخرائط في منطقة النفق.

استخراج إحداثيات نفق خروج الريبوسوم. لهيكل معين للوحدة الفرعية الكبيرة الريبوسوم (LSU) (من شميت وآخرون. (97)) ، نحدد موقع PTC أولاً ثم نطبق خوارزمية البحث النفقي (26) لإعادة بناء هندسة نفق الخروج (مزيد من التفاصيل في قسم "المواد والأساليب"). يُظهر الشكل الداخلي في اللوحة اليمنى نفق الخروج مع PTC وموقع الانقباض الذي يفصل النفق بين أجزائه العلوية والسفلية.

استخراج إحداثيات نفق خروج الريبوسوم. لهيكل معين من الوحدة الفرعية الكبيرة الريبوسوم (LSU) (من شميت وآخرون. (97)) ، نحدد موقع PTC أولاً ثم نطبق خوارزمية البحث النفقي (26) لإعادة بناء هندسة نفق الخروج (مزيد من التفاصيل في قسم "المواد والأساليب"). يُظهر الشكل الداخلي في اللوحة اليمنى نفق الخروج مع PTC وموقع الانقباض الذي يفصل النفق بين أجزائه العلوية والسفلية.

يشير تحليل الميزات العالمية إلى أنفاق بكتيرية أكبر وتنوعًا أكبر في الجزء السفلي

لمقارنة هندسة نفق خروج الريبوسوم عبر الأنواع المختلفة ، قمنا أولاً بفحص السمات الهندسية العالمية ، مثل الطول ونصف القطر على مستوى النفق والحجم (انظر البيانات التكميلية لقيم محددة). كان نطاق القيم لكل من طول النفق (88.8 ± 6.0 Å) ومتوسط ​​نصف القطر (5.4 ± 0.4 Å) متسقًا مع الملاحظات السابقة (7 ، 33). عند ترتيب الأنواع حسب حجم نفق الخروج (انظر الشكل 2) ، وجدنا فصلًا مثاليًا بين البكتيريا وحقيقيات النوى ، مع وجود العتائق بينهما. على وجه التحديد ، الأنفاق البكتيرية (بما في ذلك العضيات) أكبر من الأنفاق حقيقية النواة ، بمتوسط ​​(3.85 ± 0.37) × 10 4 Å 3 للبكتيريا مقارنة بـ (2.78 ± 0.13) × 10 4 3 لحقيقيات النوى. وبالمثل قمنا بتحليل الطول ومتوسط ​​نصف القطر لمعرفة ما إذا كان يمكن تفسير اختلاف الحجم بشكل أساسي بواسطة أحد هذين المتغيرين. لقد حصلنا على فصل أقل وضوحًا بين مجالات الحياة الثلاثة ، لكننا ما زلنا نلاحظ اتجاهًا مشابهًا للطول (91.6 ± 3.6 للبكتيريا و 83.3 ± 2.9 لحقيقية النواة) ومتوسط ​​نصف القطر (5.7 ± 0.3 Å للبكتيريا و 5.1 ±. 0.1 Å لحقيقية النواة) ، مما يشير إلى أن كلاهما يساهم في الاختلاف الملحوظ في الحجم.

حجم وطول ومتوسط ​​نصف قطر نفق خروج الريبوسوم عبر الأنواع المختلفة. تمثل مخططات الشريط الأفقي الحجم المرتب (على اليسار) والطول (الوسط) ومتوسط ​​نصف القطر (على اليمين) للأنفاق من مجموعة البيانات الخاصة بنا. يتم تقسيم الحجم والطول إلى جزأين فرعيين ، مفصولين عن طريق موقع الانقباض (انظر قسم "المواد والطرق"). يتم تحديد الأنواع وتلوينها حسب المجالات الخاصة بها (بالإضافة إلى العضيات ، باللون الأصفر): البكتيريا (الأحمر) ، العتائق (الأسود) ، حقيقيات النوى (الأزرق).

حجم وطول ومتوسط ​​نصف قطر نفق خروج الريبوسوم عبر الأنواع المختلفة. تمثل مخططات الشريط الأفقي الحجم المرتب (على اليسار) والطول (الوسط) ومتوسط ​​نصف القطر (على اليمين) للأنفاق من مجموعة البيانات الخاصة بنا. يتم تقسيم الحجم والطول إلى جزأين فرعيين ، مفصولين عن طريق موقع الانقباض (انظر قسم "المواد والطرق"). يتم تحديد الأنواع وتلوينها حسب المجالات الخاصة بها (بالإضافة إلى العضيات ، باللون الأصفر): البكتيريا (الأحمر) ، العتائق (الأسود) ، حقيقيات النوى (الأزرق).

أجرينا بعد ذلك تحليلًا أكثر دقة عن طريق تقسيم النفق إلى جزأين فرعيين مفصولين عن طريق "موقع الانقباض" (انظر الشكل 1) ، وهي منطقة مركزية محفوظة مقيدة بحلقات بروتين uL4 و uL22 ، والتي حددناها في الموضع 34.1 ± 4.8 من بداية النفق (الشكل 2). درسنا كيف أن الحجم في الأجزاء العلوية (من البداية إلى موقع الانقباض) والأجزاء السفلية (من موقع الانقباض إلى الخروج) مرتبطة على التوالي بحجم النفق بأكمله ، ووجدنا ارتباطًا قويًا للجزء السفلي (ارتباط بيرسون) ص 2 = 0.9649, ص-القيمة ص & lt 10 4) ، بينما لم يلاحظ أي ارتباط معنوي للجزء العلوي (ص 2 = 0.085) ، مما يشير إلى أن الجزء العلوي من النفق محفوظ هندسيًا تمامًا ، ومعظم التباين عبر الأنواع يأتي من الجزء السفلي. أظهر الطول الإجمالي أيضًا ارتباطًا أفضل مع طول الجزء السفلي (ص 2 = 0.72, ص & lt 10 −3 ، بينما ص 2 = 0.32, ص & lt 10 3 للجزء العلوي) ، وكان متوسط ​​نصف القطر للجزء السفلي (5.8 ± 0.6 Å) أكبر من الجزء العلوي (4.7 ± 0.3 Å).

يعكس التجميع الهرمي لمخططات التباين في نصف قطر النفق سلالة الأنواع

نظرًا لأننا وجدنا تباينًا خاصًا بالمجال لهندسة النفق الذي تم تضخيمه بشكل أكبر في الجزء السفلي من النفق ، فقد هدفنا إلى تحديد هذا النمط بشكل أكثر دقة. قمنا أولاً بفحص الإحداثيات ثلاثية الأبعاد للنقاط التي تصف خط وسط النفق (انظر البيانات التكميلية). عند تركيب النقاط على خط مستقيم ، وجدنا أن 96.7 ± 1.0٪ من تباينها يمكن تفسيره من خلال الملاءمة. لذلك قمنا ببساطة بتحديد معالم الخط المركزي للنفق بطول قوسه ودرسنا نصف القطر المرتبط (انظر قسم "المواد والأساليب") ، مما أدى إلى مخطط تباين نصف قطر لكل نوع (الشكل 3 أ).

تجميع الأنواع التي تم الحصول عليها من المقارنة الزوجية لهندسة النفق. (أ) بالنسبة لجميع هياكلنا ، نرسم نصف قطر النفق كدالة للمسافة عبر النفق. تُستخدم هذه المخططات لمقارنة هندسة الأنفاق. (ب) التجميع الذي تم الحصول عليه بعد تطبيق مقياس المسافة الهندسية للنفق على مجموعة البيانات الخاصة بنا (للحصول على تعريف للمقياس ومزيد من التفاصيل ، راجع قسم "المواد والأساليب"). يشمل الفرع الرئيسي الأول الريبوسومات البكتيرية ، مظللة باللون الأحمر ، بينما يحتوي الثاني على حقيقيات النوى (أزرق) وعتائق (أسود) (شريط مقياس: 0.2 Å). للحصول على المجموعات الكاملة وأشجار النشوء والتطور التي تم الحصول عليها من تسلسل الرنا الريباسي 16S / 18S ، انظر الشكل التكميلي S2. (ج) نقسم لكل نوعين مجالهما المشترك بعد المحاذاة في أربعة أرباع (راجع قسم "المواد والأساليب") ونستخدم نفس المقياس لحساب المسافة في كل منطقة من المناطق الفرعية. تمثل مخططات الشريط لكل ربع متوسط ​​المسافة الهندسية لمجموعة فرعية من الأزواج المكونة من بدائيتين (أحمر) و 2 حقيقيات نوى (أزرق) و 1 بدائية النواة و 1 حقيقية النواة (بنفسجي) لكل ربع.

تجميع الأنواع التي تم الحصول عليها من المقارنة الزوجية لهندسة النفق. (أ) بالنسبة لجميع هياكلنا ، نرسم نصف قطر النفق كدالة للمسافة عبر النفق. تُستخدم هذه المخططات لمقارنة هندسة الأنفاق. (ب) التجميع الذي تم الحصول عليه بعد تطبيق مقياس المسافة الهندسية للنفق على مجموعة البيانات الخاصة بنا (للحصول على تعريف للمقياس ومزيد من التفاصيل ، راجع قسم "المواد والأساليب"). يشمل الفرع الرئيسي الأول الريبوسومات البكتيرية ، مظللة باللون الأحمر ، بينما يحتوي الثاني على حقيقيات النوى (أزرق) وعتائق (أسود) (شريط مقياس: 0.2 Å). للحصول على المجموعات الكاملة وأشجار النشوء والتطور التي تم الحصول عليها من تسلسل الرنا الريباسي 16S / 18S ، انظر الشكل التكميلي S2. (ج) نقسم لكل نوعين مجالهما المشترك بعد المحاذاة في أربعة أرباع (راجع قسم "المواد والأساليب") ونستخدم نفس المقياس لحساب المسافة في كل منطقة من المناطق الفرعية. تمثل مخططات الشريط لكل ربع متوسط ​​المسافة الهندسية لمجموعة فرعية من أزواج مكونة من بدائيتين (أحمر) و 2 حقيقيات نوى (أزرق) و 1 بدائية النواة و 1 حقيقية النواة (بنفسجي).

لمقارنة هذه المخططات ، قدمنا ​​وظيفة المسافة (انظر قسم "المواد والأساليب") وقمنا بتقييمها لكل زوج من الأنواع. ثم تم استخدام مصفوفة المسافة الزوجية الناتجة لتجميع الأنواع ، مما أسفر عن الشجرة الهرمية الموضحة في الشكل 3 ب. كما هو الحال في تحليل الميزات العالمية ، حصلنا على فصل واضح للمجالات ، مع تجمع البكتيريا بشكل منفصل عن البدئيات وحقيقيات النوى. بين حقيقيات النوى ، T. vaginalis هو مميز إلى حد ما لأنه يتجمع مع العتائق (P. furiosus و H. marismortui) ، والتي تم تجميعها بعد ذلك مع مجموعة من المثقبيات (L. donovani و T. كروزي) منفصلة عن هؤلاء ، شكلت حقيقيات النوى المتبقية كتلة أكبر.

انفصال T. vaginalis تتوافق أيضًا المثقبيات من حقيقيات النوى الأخرى مع العلاقات التطورية التي تم الحصول عليها من متواليات الرنا الريباسي التي تشبه 16S (من الوحدة الفرعية الصغيرة للريبوسوم) (34). أكدنا هذه النتيجة من خلال إجراء تحليل نسبي للأنواع الموجودة في مجموعة البيانات الخاصة بنا (انظر الشكل التكميلي S2a). بدقة أكثر دقة ، يبدأ تجميعنا الهرمي من مقارنة هندسة النفق (انظر الشكل التكميلي S2b) في الانحراف عن شجرة النشوء والتطور من تحليل التسلسل ، مما يشير إلى أن الاختلافات الأصغر في هندسة النفق يصعب ربطها تطوريًا. من خلال تضمين الريبوسومات من الميتوكوندريا والبلاستيدات الخضراء (الشكل التكميلي S2c) ، وجدنا أيضًا أنها تتجمع مع بدائيات النوى ، وهو ما يتوافق مع أصلها البكتيري (35). لتقييم متانة هذه النتائج ، استخدمنا هياكل مكررة من نفس الأنواع ودرسنا حساسية التجميع لمعلمات المسافة الهندسية (انظر الشكل التكميلي S1 والجدول التكميلي S1). بشكل عام ، لم يؤد هذا إلى تغييرات كبيرة ، مما يدل على متانة نتائجنا لتكرار الهياكل واختيار مقياس المقارنة.

المساهمات النسبية لمناطق النفق الفرعية المختلفة في التباين داخل المجال وفيما بينه في هندسة النفق

لفهم سبب حصولنا على فصل واضح بين الأنفاق بدائية النواة وحقيقية النواة ، درسنا عن كثب تباين هندسة الأنفاق عبر مجالي الحياة. التمييز بين الأزواج داخل المجال وفيما بينها (التي تمثل على التوالي أزواج الأنواع من نفس المجال ، والأزواج مع واحد من كل منهما) ، وجدنا أنه في حين أن المسافات داخل المجال متشابهة في المتوسط ​​بالنسبة للبكتيريا وحقيقيات النوى (الشكل التكميلي S3) ، المسافات بين المجالات أكبر بشكل ملحوظ (مع زيادة بنسبة 40٪ في المتوسط).

نظرًا لأن المسافة التي قدمناها تدمج التباين الهندسي على طول النفق ، فقد سعينا إلى فحص أي جزء من النفق يساهم بشكل كبير في المسافات داخل المجال وفيما بينه. تحقيقا لهذه الغاية ، قمنا بتقسيم النفق لكل زوج من الأنواع إلى أربعة أرباع (الأول والرابع على التوالي يتوافقان مع أجزاء البداية والمخرج) وطبقنا نفس المقياس كما كان من قبل لحساب المسافة الهندسية في كل من هذه المناطق الفرعية ( الشكل 3 ج). بينما كانت المسافة بين المجال في المتوسط ​​أكبر دائمًا من النطاق الداخلي في كل منطقة فرعية ، وجدنا أنه عبر هذه المناطق ، كانت المسافة بين المجال أكبر بشكل كبير في الربعين الأخيرين (كل منها يحمل في المتوسط ​​30٪ من التباين الكلي) مقارنة بالاثنين الأولين (20٪ لكل منهما). ولوحظ اتجاه مماثل بين حقيقيات النوى (مع 33٪ و 26٪ من التباين الكلي تم نقلهما على التوالي في الربعين الثالث والأخير). في تناقض صارخ ، في البكتيريا كان الربع الثالث هو الأقل تباينًا (21٪ مقارنة بـ 24٪ ، 26٪ ، و 29٪ للمناطق الفرعية الأولى والثانية والرابعة ، على التوالي).

وجود موقع انقباض ثانٍ في حقيقيات النوى ودور بروتين الريبوسوم uL4

لفهم التباين الهندسي المحلي لنفق الخروج الذي لوحظ عبر الأنواع المختلفة ، سعينا إلى تحديد كيف يمكن للبنية الريبوزومية أن تشرح نمط التجميع المذكور أعلاه للأنفاق البكتيرية وحقيقية النواة. في المنطقة المرتبطة بمعظم التباين بين المجالات (انظر الشكل 3 ج) ، نظرنا أولاً في موقع الانقباض ، حيث تلتقي البروتينات uL4 و uL22. ومن المثير للاهتمام ، وجدنا أن بنية UL4 في النفق تختلف عمومًا في حقيقيات النوى والبكتيريا ، نظرًا لتمديد حلقة uL4 في حقيقيات النوى والتي تؤدي إلى موقع انقباض ثانٍ. مثل هذا الامتداد موجود أيضًا ولكنه أقل بروزًا في العتائق (انظر الشكل التكميلي S4a). نوضح هذا الاختلاف الهيكلي في الشكل 4A لـ بكتريا قولونية و H. العاقل. وجود موقع انقباض ثانٍ في H. العاقل تم توضيح نفق الخروج بوضوح في الشكل 4 ب ، والذي يوضح أن القاع الثاني لمخطط نصف القطر أقل حتى من القاع الأول لـ H. العاقل، بينما العكس هو الصحيح بكتريا قولونية.

يفسر وجود موقع انقباض ثانٍ في حقيقيات النوى الاختلاف الهندسي الملحوظ بين الأنفاق البكتيرية وحقيقية النواة. (أ) نعرض منطقة موقع الانقباض بـ بكتريا قولونية (يسار) تم الحصول عليها من فيشر وآخرون. (85) و H. العاقل (يمين) تم الحصول عليها من Natchiar وآخرون. (94). الهيكل محاط ببروتينات الريبوسوم uL4 و uL22. ذراع ممتد في H. العاقل ينتج uL4 موقع انقباض ثانٍ (انظر أيضًا الشكل التكميلي S4). (ب) تُظهر مخططات نصف قطر النفق كدالة لمسافة النفق حوضًا أول مرتبطًا بموقع الانقباض (حول الموضع 30) ، وهو مشترك بين بكتريا قولونية و H. العاقل. يظهر قاع ثانٍ حول الموضع 50. (ج) نقارن المسافة بين أحواض البكتيريا (مخطط الصندوق الأيسر) وحقيقية النواة (مخطط الصندوق الأيمن) في مجموعة البيانات الخاصة بنا. يُشار إلى النطاق الربيعي بالمربع ، والوسيط بخط داخلي ، والقيم المتجاورة العلوية والسفلية بواسطة الشعيرات. (د) في اليسار ، نقدم نفس المقارنة كما في (C) لنصف قطر النفق المرتبط بالحوض الأول والثاني. على اليمين ، نقارن نصف قطر القاع الأول والثاني لكل نوع من مجموعة البيانات الخاصة بنا. نصف قطر الحوض الثاني أكبر من الأول لجميع الأركيا (النقاط السوداء) والبكتيريا (النقاط الحمراء). في المقابل ، هذا هو الحال فقط في حقيقيات النوى لأنواع المثقبيات L. donovani و T. كروزي.

يفسر وجود موقع انقباض ثانٍ في حقيقيات النوى الاختلاف الهندسي الملحوظ بين الأنفاق البكتيرية وحقيقية النواة. (أ) نعرض منطقة موقع الانقباض بـ بكتريا قولونية (يسار) تم الحصول عليها من فيشر وآخرون. (85) و H. العاقل (يمين) تم الحصول عليها من Natchiar وآخرون. (94). الهيكل محاط ببروتينات الريبوسوم uL4 و uL22. ذراع ممتد في H. العاقل ينتج uL4 موقع انقباض ثانٍ (انظر أيضًا الشكل التكميلي S4). (ب) تُظهر مخططات نصف قطر النفق كدالة لمسافة النفق حوضًا أول مرتبطًا بموقع الانقباض (حول الموضع 30) ، وهو مشترك بين بكتريا قولونية و H. العاقل. يظهر قاع ثانٍ حول الموضع 50. (ج) نقارن المسافة بين أحواض البكتيريا (مخطط الصندوق الأيسر) وحقيقية النواة (مخطط الصندوق الأيمن) في مجموعة البيانات الخاصة بنا. يُشار إلى النطاق الربيعي بالمربع ، والوسيط بخط داخلي ، والقيم المتجاورة العلوية والسفلية بواسطة الشعيرات. (د) في اليسار ، نقدم نفس المقارنة كما في (C) لنصف قطر النفق المرتبط بالحوض الأول والثاني. على اليمين ، نقارن نصف قطر القاع الأول والثاني لكل نوع من أنواع مجموعة البيانات الخاصة بنا. نصف قطر الحوض الثاني أكبر من الأول لجميع الأركيا (النقاط السوداء) والبكتيريا (النقاط الحمراء). في المقابل ، هذا هو الحال فقط في حقيقيات النوى لأنواع المثقبيات L. donovani و T. كروزي.

لتأكيد أن هذا الاختلاف لا يزال قائماً بين البكتيريا الأخرى وحقيقيات النوى ، قمنا بتحليل في الشكل 4C و D المواضع النسبية وأنصاف أقطار النفق المرتبطة بالحوضين الأول والثاني من مخطط نصف القطر لكل نوع في مجموعة البيانات بأكملها. وجدنا أن المسافة بين الأحواض أكبر في المتوسط ​​في البكتيريا (23.6 ± 2.7) عنها في حقيقيات النوى (19.1 ± 2.3 Å) ، مما يشير إلى تغييرات هيكلية في منطقة موقع الانقباض. بينما في الحوض الأول (الذي يتوافق مع موقع الانقباض المشترك عالميًا) تمتلك البكتيريا وحقيقيات النوى أنصاف أقطار متشابهة (4.2 ± 0.6 Å للبكتيريا و 4.2 ± 0.4 لحقيقية النواة) ، يكون نصف القطر في الحوض الثاني أكبر بكثير في البكتيريا (5.0) ± 0.5 Å) مقارنة بحقيقيات النوى (3.9 ± 0.6 Å). علاوة على ذلك ، تُظهر المقارنة المباشرة بين الحوضين الأول والثاني لكل نوع أن نصف قطر الحوض الثاني أكبر من الأول لجميع العتائق والبكتيريا (الشكل 4 د). في المقابل ، لاحظنا العكس في حقيقيات النوى ، باستثناء L. donovani و T. كروزي (يشرح أيضًا تجميع هذين الاثنين مع العتائق في الشكل 3 ب). لذلك ، فإن موقع الانقباض الثاني في حقيقية النواة يكون بشكل عام أضيق من الموقع الأول.

لشرح التناقض الذي لوحظ ل L. donovani و T. كروزي، نظرنا إلى البنية الريبوزومية في منطقة موقع الانقباض. بصرف النظر عن البروتينات الريبوسومية uL4 و uL22 ، فإن النفق محاط بالـ rRNA. في المثقبيات مثل L. donovani و T. كروزي، الوحدة الفرعية الكبيرة (LSU) rRNA تنكسر من معيار 28S rRNA إلى ست سلاسل أصغر (36 ، 37). تلتقي السلسلتان الرئيسيتان بدقة في منطقة موقع الانقباض (انظر الشكل التكميلي S4b) ، مما يشير إلى أنه يتم تطبيق قيود أقل محليًا على البروتينات الريبوزومية وهيكل النفق ، مما قد يؤدي إلى زيادة حجم موقع الانقباض الثاني. للتلخيص ، خلصنا إلى أن جزءًا مهمًا من الاختلافات الهندسية والتكتلات التي لوحظت بين أنفاق خروج الريبوسوم تأتي من الهيكل في موقع الانقباض. بتعبير أدق ، يوجد موقع انقباض ثان خاص بحقيقية النواة ، والذي يضيق النفق بعد موقع الانقباض الأول المشترك عالميًا.

يؤثر استبدال UL23 ببروتين الريبوسوم eL39 في حقيقيات النوى على هندسة النفق

بالإضافة إلى بنية منطقة موقع الانقباض ، قمنا بفحص هيكل الجزء السفلي من النفق ، حيث اكتشفنا أيضًا بعض الاختلافات الهندسية المهمة. في البكتيريا ، يحيط النفق في هذه المنطقة بشكل أساسي بالـ rRNA والبروتين uL23. في eukarya و archaea ، يوجد uL23 أيضًا ، لكن الجزء الذي يغطي منطقة النفق يتم استبداله بالبروتين eL39 (33 ، 38 ، 39). عند الفحص الدقيق والمقارنة بين هذه الهياكل ، وجدنا أن eL39 لا يغطي المنطقة التي احتلتها البكتيريا في الأصل uL23 فحسب ، بل يمتد أيضًا إلى مخرج النفق ، كما هو موضح في الشكل 5 أ. بتعبير أدق (الشكل 5 ب) ، تبلغ مسافة تغطية uL23 في الريبوسومات البكتيرية 19.0 ± 2.8 ، مقارنة بـ 31.6 ± 2.3 Å لـ eL39 في حقيقيات النوى. يؤثر مثل هذا الاختلاف على هندسة النفق (الشكل 5 ب) ، حيث أن نصف قطر النفق في المناطق المقابلة أكبر بكثير للبكتيريا (6.0 ± 0.4 Å) من حقيقيات النوى (4.6 ± 0.4). نتيجة لذلك ، تكون منطقة الخروج من النفق أوسع في البكتيريا منها في حقيقيات النوى ، بمتوسط ​​فرق نصف قطر قدره 1 Å في آخر 30 من النفق ، مما يساهم في تجميع مخططات نصف القطر التي حصلنا عليها سابقًا.

يؤثر استبدال uL23 بواسطة eL39 في حقيقية النواة على هندسة النفق. (أ) هياكل الجزء السفلي من النفق في الإشريكية القولونية (يسار) و الانسان العاقل (يمين) أظهر استبدال بروتين الريبوسوم UL23 بـ eL39 بوصة H. العاقل، والذي يغطي أيضًا جزءًا أكبر من النفق. (ب) يظهر الرسم العلوي مقارنة للمسافة التي تغطيها uL23 و eL39 في البكتيريا (مخطط الصندوق الأيمن) وحقيقية النواة (مخطط الصندوق الأيسر). يظهر الرسم السفلي نفس المقارنة لمتوسط ​​نصف القطر.

يؤثر استبدال uL23 بواسطة eL39 في حقيقية النواة على هندسة النفق. (أ) هياكل الجزء السفلي من النفق في الإشريكية القولونية (يسار) و الانسان العاقل (يمين) أظهر استبدال بروتين الريبوسوم UL23 بـ eL39 بوصة H. العاقل، والذي يغطي أيضًا جزءًا أكبر من النفق. (ب) يظهر الرسم العلوي مقارنة للمسافة التي تغطيها uL23 و eL39 في البكتيريا (مخطط الصندوق الأيمن) وحقيقية النواة (مخطط الصندوق الأيسر). يظهر الرسم السفلي نفس المقارنة لمتوسط ​​نصف القطر.

الارتباط بين حفظ تسلسل الرنا الريباسي ونفق الخروج

بعد العثور على دليل على أن التباين الهندسي للنفق عبر الأنواع المختلفة يمكن تفسيره بواسطة الرنا الريباسي والتغيرات الهيكلية للبروتين التي ظهرت من خلال التطور ، سعينا إلى دراسة كيف يرتبط النفق وهندسته ارتباطًا مباشرًا بتطور الريبوسوم على مستوى التسلسل . أولاً ، بحثنا في الحفاظ على الرنا الريباسي ، مع التركيز على السلسلة الرئيسية (23S للبكتيريا ، و 28S للعتائق وحقيقيات النوى) التي تشكل الريبوسوم LSU. تم استخدام التحليل المقارن لتسلسل الرنا الريباسي على نطاق واسع في الماضي لتوضيح العلاقات التطورية (40 ، 41) ، وقد أدى مؤخرًا (24) إلى تحديد امتدادات من التسلسلات المحفوظة تطوريًا ، ما يسمى بـ `` عناصر النوكليوتيدات المحفوظة '' (CNE ). على وجه الخصوص ، تم اقتراح أن جزءًا كبيرًا من CNE قد يكون له وظيفة في عبور البولي ببتيد الناشئ عبر النفق (24). للتحقق من ذلك ، قمنا بمقارنة وجود CNE مع المسافة التي تفصلها عن النفق (انظر الشكل 6 أ والشكل التكميلي S5).

الارتباط بين المحافظات الهندسية والمتسلسلة للرنا الريباسي. (أ) خريطة للهيكل الثانوي لـ 23S rRNA في بكتريا قولونية، ملونًا بالمسافة من النفق (انظر أيضًا الشكل التكميلي S5). (ب) لأنواع معينة والمسافة د، ننظر إلى كل نيوكليوتيدات الرنا الريباسي الموجودة على مسافة بعيدة د من النفق ، ونحسب تكرار العناصر المحفوظة (24). نرسم هذا التردد كدالة لـ د لجميع أنواع مجموعة البيانات الخاصة بنا (انظر أيضًا الشكل التكميلي S6). (ج) ندرس الحفظ المحلي لنيوكليوتيدات الرنا الريباسي على طول النفق: عند تقسيم النفق إلى مناطق 15 Å على طول الخط المركزي ، نعتبر لكل منطقة جميع نيوكليوتيدات الرنا الريباسي الأقرب وتقع ضمن 25 Å ، ونحسب المرتبط بها عدد العناصر المحفوظة والمحددة المجال والمحفوظة عالميًا. نعرض هنا المؤامرات الناتجة عن بكتريا قولونية (أعلى و H. العاقل (لأسفل) (للأنواع الأخرى ، انظر الشكل التكميلي S6).

الارتباط بين المحافظات الهندسية والمتسلسلة للرنا الريباسي. (أ) خريطة للهيكل الثانوي لـ 23S rRNA في بكتريا قولونية، ملونًا بالمسافة من النفق (انظر أيضًا الشكل التكميلي S5). (ب) لأنواع معينة والمسافة د، ننظر إلى كل نيوكليوتيدات الرنا الريباسي الموجودة على مسافة بعيدة د من النفق ، ونحسب تكرار العناصر المحفوظة (24). نرسم هذا التردد كدالة لـ د لجميع أنواع مجموعة البيانات الخاصة بنا (انظر أيضًا الشكل التكميلي S6). (ج) ندرس الحفظ المحلي لنيوكليوتيدات الرنا الريباسي على طول النفق: عند تقسيم النفق إلى مناطق 15 Å على طول الخط المركزي ، نعتبر لكل منطقة جميع نيوكليوتيدات الرنا الريباسي الأقرب وتقع ضمن 25 Å ، ونحسب المرتبط بها عدد العناصر المحفوظة والمحددة المجال والمحفوظة عالميًا. نعرض هنا المؤامرات الناتجة عن بكتريا قولونية (أعلى و H. العاقل (لأسفل) (للأنواع الأخرى ، انظر الشكل التكميلي S6).

عند حساب تردد CNE لكل نوع على مسافة معينة د من النفق ، لاحظنا في الشكل 6 ب انخفاضًا عالميًا في تواتر CNEs د الزيادات ، مما يعني أن النيوكليوتيدات الموجودة بعيدًا عن النفق تكون أقل حفظًا. بالنسبة للكثير من الرنا الريباسي المتباين مثل تلك الموجودة في العضيات أو T. vaginalis (34) ، لا ينتج عن العدد المنخفض من CNE أي ارتباط بالمسافة إلى النفق. بالنسبة للبكتيريا والعتائق وحقيقيات النواة ، وجدنا أن تواتر CNE في حدود 25 Å من النفق هو 21 ± 5٪ ، وهو أكثر من ضعف تواتر CNE الموجود بين 25 و 50 (10 ± 2٪) و أيضا التي تقع على بعد أكثر من 50 من النفق (8 ± 2٪). في حقيقيات النوى المتبقية ، وجدنا ترددًا أكبر بكثير من CNE ضمن 25 Å من النفق (45 ± 12٪) ، مع انخفاض حاد للمنطقة بين 25 و 50 (18 ± 5٪) والمنطقة التي تتجاوز 50 Å (10 ± 3٪). عند التمييز بين CNEs العالمية والخاصة بالمجال (24) ، وجدنا اتجاهًا مشابهًا لكليهما ، مع مساهمة أكبر من CNEs الخاصة بالمجال (الشكل التكميلي S6a). بشكل عام ، تؤكد هذه النتائج العلاقة بين النفق والحفاظ على نيوكليوتيدات الرنا الريباسي المحيطة.

لتحديد ما إذا كان هذا الحفظ متجانسًا أو خاصًا ببعض الأجزاء المحلية من النفق ، قمنا بحساب التردد المحلي لكل نوع من CNEs وقارننا مستوى الحفظ عبر النفق ، كما هو موضح في الشكل 6C والشكل التكميلي S6b. بشكل عام ، وجدنا أن حفظ التسلسل على طول النفق غير متجانس ومعزز بقوة نحو الجزء العلوي من النفق ، حيث ارتبط أكثر من 80 ٪ من CNE بأول 40 من النفق (بينما تم وضع جميع النيوكليوتيدات على طول النفق. أول 40 من النفق تمثل 48٪ فقط من جميع النيوكليوتيدات). في هذه المنطقة ، لاحظنا أيضًا حفظًا أقوى بالقرب من PTC ، حيث تم تحديد 43 ٪ من CNEs و lt10 من موضع بدء النفق. تتفق هذه النتائج مع الدراسة الهندسية المقارنة للأنفاق وتتوافق مع النتائج التي حصل عليها ميرز وآخرون. (22) (الذين استخدموا نهجًا مشابهًا ، ولكن مع هياكل مختلفة من الريبوسوم وقياس الحفظ) ، أظهر أيضًا المزيد من الحفظ في منطقة الجزء العلوي.

حفظ تسلسل البروتين الريبوزومي والشحنات الموجبة في نفق الخروج

أخيرًا ، درسنا العلاقة بين المحافظة الهندسية والمتسلسلة في نفق بروتينات الريبوسوم. To do so, we aligned across species the main proteins located close to the tunnel, namely uL4, uL22 and uL23 for bacteria and eL39 for eukarya (see ‘Materials and methods’ section, Figure 7A and Supplementary Figure S7a ). For uL4, because of multiple insertions that prevent a good alignment of all sequences (like the one leading to the aforementioned second constriction site), we separately aligned uL4 for bacterial and eukaryotic sequences. Upon computing a conservation score ( 30) for each alignment, we found peaks of conservation in regions located in proximity with the ribosomal tunnel, suggesting that association between the sequence conservation and the exit tunnel also occurs for proteins (Figure 7B and Supplementary Figure S7b ). Upon closer examination of the consensus motif sequences at the tunnel, we found a large fraction (∼30%) of positively charged amino acids (arginine R and lysine K). Interestingly, these positively charged amino acids sometimes co-occur at the same position of an alignment, e.g. position 159 of the uL22 alignment (with 8 arginines and 8 lysines, see Figure 7A), position 69 of bacterial uL4 alignment and position 34 of eL39 alignment ( Supplementary Figure S7a ). This suggests that not only the sequence but also the charge properties are important to maintain the integrity of the tunnel.

Conservation of sequence and positive charge of ribosomal protein uL22 at the tunnel. (أ) We show the multiple sequence alignment of ribosomal protein uL22 close to the tunnel. Highlighted residues are the ones located within 10 Å from the tunnel. (ب) We plot the sequence and charge conservation scores (see ‘Materials and methods’ section) along the sequence alignment. Continuous lines represent the signal averaged over a window of five sites. Larger highlighted region is the same as in (A). We also highlight a subregion of residues close to the tunnel, with a peak in charge or sequence conservation. (ج) The associated structure of uL22 in H. العاقل, where residues in green and red correspond to the ones highlighted in (B). In particular, the region of high charge and sequence conservation is also in direct contact with the constriction sites. For the other ribosomal proteins associated with the tunnel, see Supplementary Figure S7 .

Conservation of sequence and positive charge of ribosomal protein uL22 at the tunnel. (أ) We show the multiple sequence alignment of ribosomal protein uL22 close to the tunnel. Highlighted residues are the ones located within 10 Å from the tunnel. (ب) We plot the sequence and charge conservation scores (see ‘Materials and methods’ section) along the sequence alignment. Continuous lines represent the signal averaged over a window of five sites. Larger highlighted region is the same as in (A). We also highlight a subregion of residues close to the tunnel, with a peak in charge or sequence conservation. (ج) The associated structure of uL22 in H. العاقل, where residues in green and red correspond to the ones highlighted in (B). In particular, the region of high charge and sequence conservation is also in direct contact with the constriction sites. For the other ribosomal proteins associated with the tunnel, see Supplementary Figure S7 .

Therefore, we introduced a measure of positive charge conservation (see ‘Materials and methods’ section) that specifically accounts for the local presence of positively charged amino acids in an alignment. Upon computing the charge score for our sequence alignments, we indeed found some significant correlation between the sequence conservation and charge conservation scores for bacterial proteins with Pearson’s correlation ص 2 = 0.70, 0.51 and 0.47 (ص-values < 10 −4 ) for bacterial alignments of uL4, uL23 and uL22, respectively (see Supplementary Data). We also found that overall, regions with the highest presence of positive charges are located in the tunnel region (see Figure 7B and Supplementary Figure S7b ). In uL22, the residues in direct contact with the tunnel (Figure 7B and C) are highly conserved, with the highest charge conservation score. Larger charge and sequence conservations were also found in uL4, with more conservation at the first constriction site compared to the second one in eukarya ( Supplementary Figure S7b ). In the lower part of the tunnel, we detected a strong peak of both charge and sequence conservation in bacterial uL23. Interestingly, while we did not observe in eukarya a conservation signal as strong in the whole region of the tunnel covered by eL39, the region where eL39 overlaps with uL23 in bacteria also exhibits large charge and sequence conservation ( Supplementary Figure S7b and c ), suggesting persistence of the local charge properties in this region although the ribosome structure differs between bacteria and eukarya. To assess the global impact of charged residues in ribosomal proteins, we computed their induced electrostatic Coulomb potential along with the tunnel centerline ( Supplementary Figure S8 ). We found that the concentration of positively charged residues yielded a peak in the electrostatic potential near the second trough of the tunnel radius plot (Figure 4). This peak was more pronounced in eukaryotes, due to the presence of additional charges in the extended arm of uL4 (shown in Figure 4A). Overall, we concluded that ribosomal proteins are more locally conserved at the proximity of the tunnel, with a bias toward positively charged amino acids, suggesting that these amino acids and the electrostatic environment are important for the tunnel function (see ‘Discussion’ section).


الريبوسوم

an intracellular particle concerned with protein biosynthesis that is found in the cells of all living organisms (bacteria, plants, and animals) each cell contains thousands or tens of thousands of ribosomes. Ribosomes are close to spherical in shape, although their outlines are complex and cannot be described by a simple geometric figure.

Two major classes of ribosomes are distinguished: 70S and 80S. The 70S ribosome has a molecular weight of about 3 × 10 6 , a diameter of about 200-300 angstroms (Å), and a sedimentation coefficient of about 70 Svedberg units. The larger, 80S, ribosome has a molecular weight of about 4&ndash5 × 10 6 , a maximum diameter reaching 400 Å, and a sedimentation coefficient of about 80 Svedberg units. Ribosomes of the 70S class are characteristic of prokaryotes&mdashcells that do not have a structured nucleus&mdashincluding bacteria, actinomycetes, and blue-green algae, as well as of the chloroplasts and mitochondria of higher organisms. Ribosomes of the 80S class are found in the cytoplasm of all eukaryotes&mdashorganisms that have a structured cell nucleus.

Chemically, ribosomes are nucleoproteins that consist of ribonucleic acid (RNA) and protein. Ribosomes of the 70S class consist of 60-65 percent RNA and 40-35 percent protein, while ribosomes of the 80S class consist of about 50 percent RNA and 50 percent protein. The general principle of the structural organization of ribosomes is that they are composed of two unequal subparticles, or subunits, to which a ribosome may dissociate (for example, upon a decrease in the concentration of Mg 2+ ions in a medium) and reassociate according to the formula

70S ⇄ 50S + 30S 80S ⇄ 60S + 40S

The large subunit (50S or 60S) consists of a high-polymer molecule of ribosomal RNA that has a molecular weight of 1.1-1.8 × 10 6 , a low-polymer molecule of ribosomal RNA that has a molecular weight of 40,000, and several tens of protein molecules. The small subunit (30S or 40S) consists of a molecule of ribosomal RNA that exhibits high polymerism and has a molecular weight of 0.6-0.7 × 10 6 and from 20 (in 30S subunits) to 40 (in 40S subunits) various protein molecules.

The high-polymer ribosomal RNA binds proteins into a single ribonucleoprotein particle. It is experimentally possible to unwind ribosomes&mdashthe unit becomes more friable and the RNA unwinds into a strand. During this process, all proteins remain attached to the particle. Under other conditions, the sequential cleavage of proteins from RNA may be achieved this process is known as the separation of ribosomes. This separation is reversible and under suitable conditions proteins and RNA spontaneously reunite into a ribonucleoprotein, which forms the native structure of a ribosome this process is known as the self-assembly of ribosomes. The self-assembly of previously synthesized RNA and proteins is also believed to form ribosomes in cells.

Ribosomes have several functions in the synthesis of proteins, including the specific binding and retention of the components of the system that synthesizes proteins these components include messenger RNA (mRNA), aminoacyl-transfer RNA (aminoacyl-tRNA), peptidyl-tRNA, guanosine triphosphate (GTP), and the protein translation factors EF-T and EF-G. Ribosomes also have catalytic functions, including the formation of peptide bonds and the hydrolysis of GTP. They also assist in the mechanical displacement of substrates, for example, mRNA and tRNA, and in translocation.

The functions of catalysis and the retention of components are distributed between two ribosomal subunits. The small ribosomal subunit contains segments that bind mRNA and aminoacyl-tRNA it apparently has no catalytic functions. The large subunit contains both a catalytic segment that catalyzes the formation of the peptide bond and a center that participates in the hydrolysis of GTP. During protein biosynthesis, the large subunit retains the growing protein chain in the form of pepti-dyl-tRNA. Each subunit may perform its functions independently of the other subunit. The function of translocation, however, can only be accomplished by the whole ribosome and not by the individual ribosomal subunits.


Is there an Exit site (E-site) on the eukaryotic ribosome? - مادة الاحياء

مطلوب الاشتراك في J o VE لعرض هذا المحتوى. ستتمكن من رؤية أول 20 ثانية فقط.

يتوافق مشغل الفيديو JoVE مع HTML5 و Adobe Flash. المتصفحات القديمة التي لا تدعم HTML5 وبرنامج ترميز الفيديو H.264 ستظل تستخدم مشغل فيديو يعتمد على Flash. نوصي بتنزيل أحدث إصدار من Flash هنا ، لكننا ندعم جميع الإصدارات 10 وما فوق.

إذا لم يساعد ذلك ، فيرجى إخبارنا بذلك.

Ribosomes, protein synthesizing structures are formed inside the nucleolus and comprise themselves of ribosomal RNAs and many different proteins.

The complexes are divided into two parts, large and small subunits which along with other molecules like messenger and transfer RNAs drift out of the nucleus through pores in the nuclear envelope.

Once in the cytoplasm, the components join together either while free-floating or attached to the nearby outer nuclear envelope or rough endoplasmic reticulum and start the process of translation.

Making new proteins at distinct binding sites. Protein synthesis is so important that ribosomes are essentially found in every cell. Whether it's to make an enzyme in our gut or a neural transmitter in our brain.

9.3: Ribosomes

Ribosomes translate genetic information encoded by messenger RNA (mRNA) into proteins. Both prokaryotic and eukaryotic cells have ribosomes. Cells that synthesize large quantities of protein&mdashsuch as secretory cells in the human pancreas&mdashcan contain millions of ribosomes.

Ribosomes are composed of ribosomal RNA (rRNA) and proteins. Ribosomes are not surrounded by a membrane (i.e., despite their specific cell function, they are not an organelle). In eukaryotes, rRNA is transcribed from genes in the nucleolus&mdasha part of the nucleus that specializes in ribosome production. Within the nucleolus, rRNA is combined with proteins that are imported from the cytoplasm. The assembly produces two subunits of a ribosome&mdashthe large and small subunits.

These subunits then leave the nucleus through pores in the nuclear envelope. Each one large and small subunit bind to each other once mRNA binds to a site on the small subunit at the start of the translation process. This step forms a functional ribosome.

Ribosomes may assemble in the cytosol&mdashcalled free ribosomes&mdashor while attached to the outside of the nuclear envelope or endoplasmic reticulum&mdashcalled bound ribosomes. Generally, free ribosomes synthesize proteins used in the cytoplasm, while bound ribosomes synthesize proteins that are inserted into membranes, packaged into organelles, or are secreted from the cell.

Ribosomes synthesize proteins by bringing together mRNA and transfer RNA (tRNA). Specialized nucleotides of the tRNA, called anticodon loop, bind to the codon of the mRNA. The tRNA carries an amino acid on the other end. In this way, the genetic code from mRNA is translated into a chain of amino acids one codon at a time. Ribosomes also catalyze the formation of peptide bonds between adjacent amino acids, resulting in a polypeptide.

When mRNA binds to the small subunit of the ribosome, tRNA binds to one of three binding sites on the large subunit of the ribosome. The binding sites are called the A (aminoacyl-tRNA), P (peptidyl-tRNA), and E (exit) sites. As the mRNA is translated, new tRNAs are added at the A site, move to the P site, and are released at the E site. The growing polypeptide chain threads through an exit tunnel in the large subunit. When the protein synthesis is complete, the ribosomal subunits dissociate.

Wilson, Daniel N., and Jamie H. Doudna Cate. &ldquoThe Structure and Function of the Eukaryotic Ribosome.&rdquo وجهات نظر كولد سبرينج هاربور في علم الأحياء 4 ، لا. 5 (May 2012). [مصدر]

Gilbert, Wendy V. &ldquoFunctional Specialization of Ribosomes?&rdquo الاتجاهات في العلوم البيوكيميائية 36 ، لا. 3 (March 2011): 127&ndash32. [مصدر]


THE RIBOSOMAL TUNNEL OF EUKARYOTIC RIBOSOMES

As the nascent polypeptide chain (NC) is being synthesized, it passes through a tunnel within the LSU and emerges at the solvent side, where protein folding occurs. Cryo-EM reconstructions and X-ray crystallography structures of bacterial, archaeal, and eukaryotic cytoplasmic ribosomes have revealed the universality of the dimensions of the ribosomal tunnel (Frank et al. 1995 Beckmann et al. 1997 Ban et al. 2000 Ben-Shem et al. 2011 Klinge et al. 2011). The ribosomal tunnel is ∼80 Å long, 10–20 Å wide, and predominantly composed of core rRNA (Nissen et al. 2000), consistent with an overall electronegative potential (Lu et al. 2007). The extensions of the r-proteins L4 and L22 contribute to formation of the tunnel wall, forming a so-called constriction where the tunnel narrows (Nissen et al. 2000). Near the tunnel exit the ribosomal protein L39e is present in eukaryotic and archaeal ribosomes (Nissen et al. 2000), whereas a bacterial-specific extension of L23 occupies an overlapping position in bacteria (Harms et al. 2001).

For many years the ribosomal tunnel was thought of only as a passive conduit for the NC. However, growing evidence indicates that the tunnel plays a more active role in regulating the rate of translation, in providing an environment for early protein folding events, and in recruiting translation factors to the tunnel exit site (Wilson and Beckmann 2011). At the simplest level, long stretches of positively charged residues, such as arginine or lysine, in an NC can reduce or halt translation, most likely through interaction with the negatively charged rRNA in the tunnel (Lu and Deutsch 2008). More specific regulatory systems also exist in bacteria and eukaryotes, in which stalling during translation of upstream open reading frames (uORFs of the cytomegalovirus [CMV] gp48 and arginine attenuator peptide [AAP] CPA1 genes) or leader peptides (TnaC, SecM) leads to modulation of expression of downstream genes (Tenson and Ehrenberg 2002). Interestingly, the translational stalling events depend critically on the sequence of the NC and the interaction of the NC with the ribosomal tunnel. Cryo-EM reconstructions of bacterial TnaC- and SecM-stalled 70S ribosomes (Seidelt et al. 2009 Bhushan et al. 2011) and eukaryotic CMV- and AAP-stalled 80S ribosomes (Bhushan et al. 2010b) reveal the distinct pathways and conformations of the NCs in the tunnel as well as the interactions between the NCs and tunnel wall components. Compared with bacteria, eukaryotic r-protein L4 has an insertion that establishes additional contacts with the CMV- and AAP-NCs (Bhushan et al. 2010b), whereas the bacterial stalling sequences interact predominantly with L22 (Seidelt et al. 2009 Bhushan et al. 2011). The dimensions of the ribosomal tunnel preclude the folding of domains as large as an IgG domain (∼17 kDa) (Voss et al. 2006), whereas α-helix formation has been demonstrated biochemically (Deutsch 2003 Woolhead et al. 2004) and visualized structurally within distinct regions of the tunnel (Bhushan et al. 2010a). Folding of NCs within the tunnel may have implications for not only protein folding, but also downstream events, such as recruitment of chaperones or targeting machinery (Bornemann et al. 2008 Berndt et al. 2009 Pool 2009).


الريبوسومات

All living cells contain ribosomes, tiny organelles composed of approximately 60 percent ribosomal RNA (الرنا الريباسي) and 40 percent protein. However, though they are generally described as organelles, it is important to note that ribosomes are not bound by a membrane and are much smaller than other organelles. Some cell types may hold a few million ribosomes, but several thousand is more typical. The organelles require the use of an electron microscope to be visually detected.

Ribosomes are mainly found bound to the endoplasmic reticulum and the nuclear envelope, as well as freely scattered throughout the cytoplasm, depending upon whether the cell is plant, animal, or bacteria. The organelles serve as the protein production machinery for the cell and are consequently most abundant in cells that are active in protein synthesis, such as pancreas and brain cells. Some of the proteins synthesized by ribosomes are for the cell's own internal use, especially those that are produced by free ribosomes. Many of the proteins produced by bound ribosomes, however, are transported outside of the cell.

In eukaryotes, the rRNA in ribosomes is organized into four strands, and in prokaryotes, three strands. Eukaryote ribosomes are produced and assembled in the nucleolus. Ribosomal proteins enter the nucleolus and combine with the four rRNA strands to create the two ribosomal subunits (one small and one large) that will make up the completed ribosome (see Figure 1). The ribosome units leave the nucleus through the nuclear pores and unite once in the cytoplasm for the purpose of protein synthesis. When protein production is not being carried out, the two subunits of a ribosome are separated.

In 2000, the complete three-dimensional structure of the large and small subunits of a ribosome was established. Evidence based on this structure suggests, as had long been assumed, that it is the rRNA that provides the ribosome with its basic formation and functionality, not proteins. Apparently the proteins in a ribosome help fill in structural gaps and enhance protein synthesis, although the process can take place in their absence, albeit at a much slower rate.

The units of a ribosome are often described by their Svedberg (س) values, which are based upon their rate of sedimentation in a centrifuge. The ribosomes in a eukaryotic cell generally have a Svedberg value of 80S and are comprised of 40s and 60s subunits. Prokaryotic cells, on the other hand, contain 70S ribosomes, each of which consists of a 30s and a 50s subunit. As demonstrated by these values, Svedberg units are not additive, so the values of the two subunits of a ribosome do not add up to the Svedberg value of the entire organelle. This is because the rate of sedimentation of a molecule depends upon its size and shape, rather than simply its molecular weight.

Protein synthesis requires the assistance of two other kinds of RNA molecules in addition to rRNA. Messenger RNA (مرنا) provides the template of instructions from the cellular DNA for building a specific protein. Transfer RNA (الحمض الريبي النووي النقال) brings the protein building blocks, amino acids, to the ribosome. There are three adjacent tRNA binding sites on a ribosome: the aminoacyl binding site for a tRNA molecule attached to the next amino acid in the protein (as illustrated in Figure 1), the peptidyl binding site for the central tRNA molecule containing the growing peptide chain, and an خروج binding site to discharge used tRNA molecules from the ribosome.

Once the protein backbone amino acids are polymerized, the ribosome releases the protein and it is transported to the cytoplasm in prokaryotes or to the Golgi apparatus in eukaryotes. There, the proteins are completed and released inside or outside the cell. Ribosomes are very efficient organelles. A single ribosome in a eukaryotic cell can add 2 amino acids to a protein chain every second. In prokaryotes, ribosomes can work even faster, adding about 20 amino acids to a polypeptide every second.

In addition to the most familiar cellular locations of ribosomes, the organelles can also be found inside mitochondria and the chloroplasts of plants. These ribosomes notably differ in size and makeup than other ribosomes found in eukaryotic cells, and are more akin to those present in bacteria and blue-green algae cells. The similarity of mitochondrial and chloroplast ribosomes to prokaryotic ribosomes is generally considered strong supportive evidence that mitochondria and chloroplasts evolved from ancestral prokaryotes.


شكر وتقدير

The expert help of Mirjam Pennauer in early stages of this work is kindly acknowledged.

التمويل

Austrian Science Fund FWF [P26136, P29451 to H.B. P 28874, P 27996 to BP]. The early phase of the project was supported by the unconventional research initiative of the rectorate of the Karl-Franzens University Graz initiated by Vice Rector Prof. Dr. Peter Scherrer.

توافر البيانات والمواد

All data generated or analyzed during this study are included in this published article [and its supplementary information files (Additional files 1, 2, 3, 4 and 5)].


Is there an Exit site (E-site) on the eukaryotic ribosome? - مادة الاحياء

برنامج البحث الصيفي لمعلمي العلوم

Thomas A. Edison Vocational/Technical HS

How is the genetic code ultimately translated into a protein?

SWBAT: Demonstrate an understanding of the functions of ribosomes, mRNA, rRNA and tRNA

Students will understand/explain the steps in the protein synthesis process.

3 thick point markers: black, blue and red (so writing can be seen from a distance)

Do Now: Transcribe the following DNA fragment into RNA

AATGCATCCTGGA [Ans. - UUACGUAGGACCU]

1. DNA is transcribed into pre-mRNA inside the nucleus. Enzymes cleave segments called introns from the transcribed molecule, leaving segments called exons that becomes the messenger RNA (mRNA) that leaves the nucleus.

2. Inside the nucleus, the nucleolus is the site of ribosomal RNA (rRNA) formation. The rRNA will bind with protein in the nucleus and exit to the cytosol as a large or small subunit of the ribosome. Prokaryotes and eukaryotes ribosomes have similar structure and function but do differ. This difference is targeted in the medical field. Antibiotics kill bacterial ribosomes without damaging eukaryotic ribosomes (tetracycline, streptomycin)

3. transfer RNA (tRNA) is also formed in the nucleus and leaves to float in the cytosol. Each tRNA structure has a codon on one end that bonds to an amino acid and a complementary anticodon on the other end that bonds to an mRNA. There is a tRNA formed to match its codon with a single type of amino acid. Although there are 61 different codons that code for the 20 amino acids, there are only 45 different tRNAs because the third base in the tRNA anticodon can recognize two or more different codons on a mRNA. This ability to recognize different codons is called wobble. A modified base called inosine (I) can bond with A, C, or U. So tRNA that has CCI as its anticodon can bond to GGU, GGC or GGA.

4. tRNA binds to the correct amino acid using an specific enzyme called aminoacyl-tRNA synthetase (one enzyme for each type of amino acid). This process requires the use of ATP. The tRNA with the amino acid attached to its codon is called aminoacyl tRNA or activated amino acid.

5. The ribosome is the site where the mRNA and tRNA (carrying an amino acid) meet. The ribosome has 4 important sites:

أ. mRNA binding site - the mRNA binds at its 5' end and will move through in a 5' to 3' direction.

ب. A site (aminoacyl-tRNA site) - the site where a tRNA can bond to deliver the next amino acid to be added to a polypeptide chain that is being constructed.

ج. P site (peptidyl-tRNA site) - the site where the tRNA holding the growing polypeptide chain is located. The chain will be transferred to the tRNA in the A site to add on the amino acid being held there. The first tRNA starts in the P site.

د. E site (exit site) - the site where the tRNA that was in the P site moves to before leaving the ribosome.

1. Set up 3 chairs in the front of the room. Mark the chairs E site, P site and A site (from left to right). This set-up represents the ribosome.

2. Select 6 students to act as mRNA molecules. Have them line up next to the chair marked A. Give each student a 5"x8" index card that has been inscribed in black ink with one of the following codons:

3. Select 6 students to act as tRNA molecules. Give each student two 5"x8" index card inscribed as follows:

4. Have the student holding the mRNA card with AUG, written on it, sit in the seat marked P site. The tRNA student that is holding the cards 1a and 1b (Methionine) stand behind this chair.

5. Have the second student in line, holding the mRNA card with GGU sit down in the chair marked A site. The tRNA student that is holding the cards 2a and 2b (Glycine) stand behind this chair.

6. The tRNA student standing behind the P site chair hands his amino acid index card (Methionine) to the tRNA student holding cards 2a & b.

7. The next step requires each student to move over one chair. The student sitting in the P site chair moves into the E site chair, the student sitting in the a site chair moves into the P site chair and the two tRNA students move with them. (The first tRNA student should only be holding card 1a, and the second tRNA student now holds 2a, 1b and 2b cards, representing his tRNA and the two amino acids that have bonded: 1b-2b)

8. The third mRNA student now sits in the empty A site chair holding the index card with UUU. The tRNA student with cards 3a and 3b (Phenylalanine) stands behind the chair.

9. The tRNA student standing behind the P site chair, holding cards 2a, 1b, 2b hands cards 1b and 2b to the third tRNA student behind the A site chair. (The amino acid chain is now 1b, 2b, 3b Met-Gly-Phe).

10. The three tRNA students all move over one position. The student behind the E site chair walks away (empty tRNA returns to the cytosol)and the mRNA student stands up next to the E site chair, the student behind the P site chair moves to the E site, and the student behind the A site chair moves to the P site chair.

11. The fourth mRNA student sits in the A site chair holding the index card marked UGG. The tRNA student holding index cards 4a and 4b (Tryptophan) stands behind this chair. The tRNA student behind the P site chair hands cards 1b, 2b, 3b, to this 4 th student.

12. All the students move over one chair again. (The second mRNA student leaves the "ribosome" to stand next to the chair and the first student who stood up, the third student moves into the E site, the fourth student moves into the P site and each tRNA student follows the student they stood behind). The A site chair should be empty again.

13. The fifth mRNA student sits in the A site chair holding the index card marked AAC. The tRNA student with index cards 5a and 5b (Asparagine) stands behind the chair. The tRNA student behind the P site chair hands the amino acid cards 1b, 2b, 3b, 4b to the 5 th tRNA student.

14. All the students shift chairs again. The third mRNA student in the E site chair stands up, the fourth mRNA student moves into the E site chair, the fifth mRNA student moves into the P site chair and the sixth mRNA holding the index card marked UAG now sits down in the A site chair.

15. The tRNA student holding index cards 6a and 6b stands behind the A site chair. The tRNA codon AUC pairs up with the mRNA UAG which is the stop codon. When this card appears the peptide chain is done forming and will separate from the ribosome. mRNA codons UAG, UAA and UGA all signal the stopping point of translation they don t code for any amino acids. *** 3 GTP molecules are used to perform this process

At this time the ribosome subunits will come apart and the mRNA line of students are released to either enter the next ribosome or eventually degrade in the cytosol.

Ribosomes have the ability to line up and have a single mRNA pass through this chain of ribosomes, producing several proteins at the same time. The chain of ribosomes are called polyribosomes.

S5f Works individually and in teams to collect and share information and ideas.

S7a Represents data and results in multiple ways, such as numbers, tables, and graphs drawings, diagrams, and artwork technical and creative writing and selects the most effective way to convey the scientific information.