معلومة

هل هناك غرض لخلايا الدم الحمراء المنواة في دم الزواحف والطيور والأسماك؟


لقد قرأت ، وقرأت ، وقرأت وثائق حول هذا الموضوع ولكن ما زلت لا استنتاجات.

يشرح كل ما قرأته سبب عدم وجود نواة في الثدييات (لإفساح المجال أمام الهيموجلوبين والسماح لمزيد من الأكسجين بالالتصاق بالإضافة إلى تسهيل احتواء كرات الدم الحمراء عبر الشعيرات الدموية) ولكن التقارير لا توضح السبب قد لا يزال لدى الطيور والزواحف والأسماك نواة في خلايا الدم الحمراء.

هل هناك حقًا أي وظيفة أخرى للنواة داخل خلية دم حمراء بصرف النظر عن كونها "دماغ الخلية"؟

إنه يعمل على فهمي ، كل ما اكتسبته من هذا البحث هو فهم أن الطيور لديها نظام تنفسي أكثر تقدمًا وأن شعيراتها الدموية أكبر من الثدييات ، وهذا لا يزال لا يفسر الحاجة إلى نواة ، إنه في الواقع يشير إلى أنهم لا تحتاج واحد!

أي استنارة ستكون عظيمة ،

شكرا.

http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1002/iub.490/pdf


يصعب على الفقاريات اكتساب / تطوير خلايا مستأصلة ، وهذا هو سبب ندرة وجودها قبل تكيف الثدييات. طور السلمندر خلايا مستأصلة. تشير الأبحاث إلى أنه قد يكون بسبب جينوم السمندر الكبير ونواة الخلية الكبيرة ، مقارنةً بالسمندل الصغير بحجم الجسم.

ربما اكتسبت الثدييات هذه السمة لأنها تطورت من حيوانات صغيرة ذات شعيرات دموية مصغرة وخلايا دم وجينوم كبير ، وظلت الميزة بعد ذلك. الجينومات الكبيرة تمنع تدفق وانثناء خلايا الدم المنواة.

تم العثور على أصغر جينومات الطيور في مجموعات الطيور الأكثر تصغيرًا عند 1 جيجا بايت. يمكن أن تحمل الثدييات ذات الحجم المماثل 2-3 جيجا بايت من الكروموسومات.

السحالي لديها طاقة أقل من الثدييات.

الأسماك هي الأكثر نشاطًا في المياه عالية الأكسجين ، مثل السلمون ، مما يسمح لها بأن تكون نشطة للغاية ، والماء هو وسيلة تنفس أكثر كفاءة من الهواء ، ومن ثم حجم الخياشيم الصغير. يحتوي كل من الأسماك والبشر على 6-7 في المائة من الدم من حيث الحجم.

الطيور لديها هيموجلوبين أصغر بما في ذلك النواة ، ولديها نوع مختلف من حجم وبنية الشعيرات الدموية مع مزايا وعيوب ، وعظام مجوفة أخف وزنا مع نخاع أقل. لم تشع الطيور بأشكال جديدة كما فعلت الثدييات.

الخلايا المستأصلة نادرة إلى حد ما في عالم النبات والحيوان ، لذلك ربما يكون لها نفقة خفية. ربما لا يقتصر الأمر على مجرد التخلص من النواة ، وفي الواقع هناك تكلفة لتكييف مناعة نظام الدورة الدموية الأساسي ضد الباراميسيا ومسببات الأمراض بدون نواة. يمكن للفيروسات المختلفة الاستفادة من الخلايا المستأصلة.

ربما كان هذا هو سبب عدم عودة الطيور إلى الديناصورات. بعض العوامل جعلت جينومهم صغيرًا نسبيًا. قد يكون نقص خلايا الدم المستأصلة هو الذي أجبرهم على التخلص من الجينات كبديل. ربما لهذا السبب فقدوا جينات الديناصورات التي كانت تحمل رمزًا للرباعية والذراعين والفكين والقرون والأسنان والأشياء التي لا تمتلكها الطيور.


بحسب قوارا

أولاً ، الثدييات أصغر في التاريخ الطبيعي من الطيور. قبل الثدييات ، كانت خلايا الدم المنواة هي القاعدة. تطورت الثدييات خلايا الدم المنواة لاستخدام الأكسجين بشكل أكثر كفاءة.

ثانيًا ، تمتلك الطيور جهازًا تنفسيًا مختلفًا يسمح لها بنقل الأكسجين بكفاءة دون الحاجة إلى خلايا الدم المستأصلة. لديهم "تدفق من خلال" التنفس الذي يسمح للهواء بالتحرك باستمرار عبر الجسم. الثدييات لها الحويصلات الهوائية مثل طريق مسدود لتحريك الهواء.

وفق

هذا الموقع

تتشكل خلايا الدم الحمراء (RBC) أو كريات الدم الحمراء باستمرار في نخاع العظام. تنشأ كرات الدم الحمراء من الخلايا الجذعية المنواة ، والتي تنضج لتصبح أرومات حمراء نواة ، ثم تتمايز إلى خلايا شبكية نووي وأخيراً إلى كرات الدم الحمراء. خلايا الدم الحمراء هي خلايا متمايزة نهائيًا (لا يمكنها الانقسام بعد الآن) ويتم إخراجها من نخاع العظم إلى الدورة الدموية. يعيشون ما يقرب من 120-180 يومًا. على عكس الثدييات ، تمتلك كرات الدم الحمراء في الطيور والزواحف والفقاريات الأخرى "السفلى" نواة. تعتبر كريات الدم الحمراء ذات النواة ، كما تظهر في الثدييات ، أكثر تقدمًا من الناحية التطورية. (انظر www.ultranet.com/~jkimball/BiologyPages/V/Vertebrates.html). تعتبر الفقاريات السفلية (مثل الطيور) في وقت سابق على سلم التطور ولها نظام دوري مختلف (seewww.sciencenet.org، www.historyoftheuniverse.com / blood.html، http://library.thinkquest.org/3564/ دروس / lesson3 / lesson3.html). بالإضافة إلى الاختلافات في الدورة الدموية ، تمتلك الثدييات أوعية دموية أصغر (شعيرات دموية يبلغ قطرها حوالي 3 ميكرون) من الطيور. من أجل الضغط من خلال هذه الشعيرات الدموية الصغيرة ، يجب أن تكون كرات الدم الحمراء التي يبلغ قطرها حوالي 10 ميكرون مرنة للغاية. إن وجود نواة سيمنع كرات الدم الحمراء الكبيرة ذات النواة من الضغط من خلال هذه الشعيرات الدموية الصغيرة. لذلك ، خلال التطور التطوري ، وجدت الطبيعة أنه من الأفضل التخلص من النواة وأيضًا عضيات الخلية الأخرى (على سبيل المثال ، الشبكة الإندوبلازمية لتخليق البروتين) والتي لم تكن ضرورية لوظيفتها الفعلية كحامل للأكسجين. تعتقد سو ثورنكويست (www.vet.orst.edu/clinpath/learning/vm736/avianhem.htm) أيضًا أن غياب النواة في الطيور يعتمد على الاختلافات التطورية لكنها ليست متأكدة مما إذا كانت هذه النظرية قد تم إثباتها. مع تطور الحرارة المنزلية ، زادت متطلبات الأوكسجين بسبب متطلبات التمثيل الغذائي المختلفة. يبدو أن الطيور تكيفت مع زيادة الطلب على الأكسجين من خلال تطوير نظام تنفسي "يتدفق عبر" (أنابيب متصلة للتدفق المستمر ، بدلاً من الحويصلات الهوائية العمياء) والتي تكون أكثر كفاءة من الثدييات. قد تكون الثدييات قد تباعدت هنا وطوّرت كرات الدم الحمراء ذات النواة مع زيادة القدرة على حمل الأكسجين للتكيف مع متطلبات الأكسجين المتزايدة

أتمنى أن تكون هذه الإجابة جيدة بما فيه الكفاية


مناقشة جيدة ، موضوع معقد للغاية. لست متأكدًا من أننا نعرف / نفهم جميع المتغيرات والتفاعلات التي تلعب دورًا في فسيولوجيا الدورة الدموية / الجهاز التنفسي (ناهيك عن جوانب كرات الدم الحمراء المعنية). ومع ذلك: بدون نواة (وميتوكوندريا) ، فإن الخلية الحمراء لديها ميل أقل لاستقلاب أي O2 متاح ، بالإضافة إلى العديد من المزايا الأخرى المعلنة جيدًا للحالة المنضوية لزيادة توافر O2 على المستوى الخلوي. تعتبر الإبل ، ذات كرات الدم الحمراء المنواة ، استثناءً للثدييات التي تم استئصال كرات الدم الحمراء بها ، مما يشير إلى قدرة الحمض النووي على الاستجابة للضغوط البيئية. إن موازنة مزايا وعيوب التغيرات الفسيولوجية والخلوية الأساسية ستوجه مسار نجاح الكائنات الحية (أي أن التجارب التطورية التكيفية مع نجاح أو فشل تكاثر الكائنات الحية هو الحكم النهائي). قد يكون الجمل "الذي يتخلى" عن خلايا الدم الحمراء الراسخة في الثدييات (يكتسب مزايا فسيولوجية تكيفية) مثالًا مناسبًا على حلقة التغذية الراجعة البيوكيميائية للحمض النووي المطلوبة لتنسيق التغيرات الخلوية المهمة داخل النوع. التطور ليس طريقًا ذا اتجاه واحد ، فالتحول متاح (ولهذا السبب لا يوجد شيء مثل الحمض النووي "غير المرغوب فيه" ، قصة لوقت آخر). استمر في طهي الطفل!


هل هناك غرض لخلايا الدم الحمراء المنواة في دم الزواحف والطيور والأسماك؟ - مادة الاحياء


صور شعاعية للصدر (A) والجانبية (B) من مالك الحزين الرمادي ، والتي تظهر الصور الظلية القلبية العادية للطيور ،
التي تقع على طول المحور الطولي للجسم تقريبًا (Machida and Aohagi 2001).


قلب دجاجة منزلية. RA ، الأذين الأيمن RV ، البطين الأيمن ، LA ، الأذين الأيسر LV ، البطين الأيسر RAVV ، الصمام الأذيني البطيني الأيمن LAVV ، الصمام الأذيني البطيني الأيسر
IVS ، الحاجز IAS بين البطينين ، الحاجز بين الأذين SVC ، الوريد الأجوف العلوي. يحتوي الصمام الأذيني البطيني الأيسر للطيور على ثلاث شرفات بينما الصمام الأذيني البطيني الأيمن هو قسم واحد من عضلة القلب
(تم تعديل الشكل من Lu et al. 1993).

تميل الطيور إلى امتلاكها قلوب أكبر من الثدييات (نسبة إلى حجم الجسم وكتلته). قد تكون القلوب الكبيرة نسبيًا للطيور ضرورية لتلبية متطلبات الطيران الأيضية العالية. بين الطيور ، الطيور الأصغر لها قلوب أكبر نسبيًا (مرة أخرى بالنسبة إلى كتلة الجسم) من الطيور الأكبر حجمًا. تمتلك الطيور الطنانة أكبر قلوب (بالنسبة إلى كتلة الجسم) بين جميع الطيور ، ربما لأن التحليق يستهلك الكثير من الطاقة.

تميل قلوب الطيور أيضًا إلى ذلك ضخ المزيد من الدم لكل وحدة زمنية من قلوب الثدييات. بعبارة أخرى ، يكون النتاج القلبي (كمية الدم التي يتم ضخها في الدقيقة) للطيور أكبر عادةً من الثدييات من نفس كتلة الجسم. يتأثر النتاج القلبي بكل من معدل ضربات القلب (نبضة في الدقيقة) وحجم السكتة الدماغية (ضخ الدم مع كل نبضة). تزيد الطيور "النشطة" من النتاج القلبي في المقام الأول عن طريق زيادة معدل ضربات القلب. في الحمام ، على سبيل المثال (بتلر وآخرون 1977):

استراحة نشيط يزيد
معدل ضربات القلب 115 نبضة / دقيقة 670 نبضة / دقيقة 5.8 مرة
حدة الصوت 1.7 مل 1.59 مل 0.9x
القلب الناتج 195.5 مل / دقيقة 1065 مل / دقيقة 5.4 أضعاف
استهلك الأوكسجين 20.3 مل / دقيقة 200 مل / دقيقة 10x

بشكل عام ، "تنبض" قلوب الطيور بمعدلات أقل إلى حد ما من الثدييات من نفس الحجم ولكنها تضخ المزيد من الدم لكل "نبضة". يختلف معدل ضربات القلب بين الطيور حسب الحجم:

صنف معدل ضربات القلب أثناء الراحة معدل ضربات القلب "النشط"
ديك رومى 93 -
نورس الرنجة 130 625
أمريكا روبن 570 -
الطائر الطنان ذو الحلق الأزرق - 1260

المصدر: Welty & amp Baptista. 1988. حياة الطيور. كلية سوندرز للنشر ، نيويورك.


العلاقة بين وزن القلب ومعدل ضربات القلب أثناء الراحة تعطى على أ
مقياس بيلوغاريتمي. يتم رسم متوسط ​​القيمة لنوع معين
في هذا المخطط (Machida and Aohagi 2001).

  • الشرايين - ينقل الدم بعيدًا عن القلب ويصل إلى خلايا الجسم
  • الشرايين الصغيرة - `` توزيع '' الدم (أي الدم المباشر عند الحاجة مع المزيد من الذهاب إلى الأنسجة النشطة وأعضاء الأمبير وأقل إلى الأنسجة والأعضاء الأقل نشاطًا) عن طريق توسيع الأوعية وتضييق الأوعية
  • الشعيرات الدموية - تبادل العناصر الغذائية والغازات وفضلات الأمبير بين الدم وخلايا الجسم
  • الاوردة الصغيرة (عروق صغيرة) وأمبير عروق- توصيل الدم إلى القلب

العضدية تأخذ الدم إلى الأجنحة.

صدريات توصيل الدم إلى عضلات الطيران (الصدرية).

ال النظامية يُطلق على القوس أيضًا اسم الأبهر & amp ؛ حيث ينقل الدم إلى جميع مناطق الجسم باستثناء الرئتين.

ال رئوي الشرايين توصل الدم إلى الرئتين.

ال الاضطرابات الهضمية (أو الاضطرابات الهضمية) هو أول فرع رئيسي من الشريان الأورطي الهابط ويوصل الدم إلى الأعضاء وأنسجة الأمبير في منطقة البطن العلوية.

كلوي الشرايين توصل الدم إلى الكلى.

فتيات توصيل الدم إلى الساقين وأمبير الذيلية الشريان يأخذ الدم إلى الذيل.

ال المساريقي الخلفي يوصل الدم إلى العديد من الأعضاء والأنسجة الأمبيرية في منطقة أسفل البطن.


يتم إعادة توزيع الميتوكوندريا باتجاه غشاء الخلية في الألياف العضلية للإوز ذي الرأس العمودي. (أ) كانت نسبة الميتوكوندريا التي كانت تحت ساركولميات أعلى في الأوز ذات الرأس البار منها في الأنواع ذات الارتفاعات المنخفضة. قضيب رمادي ، قضيب غير مملوء برأس أوزة ، قضيب أسود من نوع Barnacle Goose ، قدم وردي. (ب,ج) صور مجهرية إلكترونية تمثيلية لنقل ألياف العضلات من (ب) الأوز ذو رأس القضيب و (ج) إوز البرنقيل. شريط مقياس ، 2 ميكروم. سهم ، رأس سهم للميتوكوندريا تحت الساركولميات ، ميتوكوندريا بين الليفي العضلي.

التكيف مع الطيران على ارتفاعات عالية - الأوز ذو الرأس (أنسر إنديكس) يهاجرون فوق جبال الهيمالايا على ارتفاع يصل إلى 9000 متر ، ولكن من غير الواضح كيف يحافظون على معدلات التمثيل الغذائي العالية اللازمة للطيران في حالة نقص الأكسجة الشديدة عند هذه الارتفاعات. لفهم أساس هذا العمل الفسيولوجي بشكل أفضل ، سكوت وآخرون. (2009) قارن عضلة طيران الأوز ذي الرأس العريض بعضلات الطيور منخفضة الارتفاع (إوز بارناكل ، إوز وردي القدم ، إوز جرايلاج ، وبط مالارد). كان الأوز ذو الرأس الشريطي يحتوي على عدد من الشعيرات الدموية لكل ألياف عضلية أكثر مما كان متوقعًا ، وكثافة شعرية أعلى وتباعد شعري أكثر تجانسًا. تم أيضًا إعادة توزيع الميتوكوندريا الخاصة بهم نحو غشاء الخلية (غشاء الخلية) والمجاورة للشعيرات الدموية. يجب أن تحسن هذه التعديلات O2 القدرة على الانتشار من الدم وتقليل O داخل الخلايا2 مسافات الانتشار ، على التوالي. لذلك ، تطورت الأوز ذات الرأس الخشبي للتمرين في نقص الأكسجة من خلال تعزيز O2 العرض لعضلة الطيران.


الأوز بار


بي بي سي ورلد وايد - الأوز برأس قضيب

تعيش معظم الطيور وتطير على ارتفاعات منخفضة نسبيًا ، لكن بعض الأنواع تعيش وتهاجر ،
أو توجد أحيانًا على ارتفاعات أعلى (المصدر: Scott 2011).


نقل O2 يحدث على طول عدة خطوات من مسار فسيولوجي متتالي من الهواء الجوي إلى الميتوكوندريا في خلايا الأنسجة (مثل ألياف العضلات). فعالية هذا المسار في نقل O2 أثناء نقص الأكسجين أمر ضروري للطيران على ارتفاعات عالية ، والتي تعتمد على العديد من الخصائص المميزة للطيور بشكل عام والعديد من الميزات الفريدة التي تطورت في الطيران العالي. خصائص O2 يعد الاستخدام ودوران ATP في عضلة الطيران مهمين أيضًا في الاعتبار في المنشورات العالية (المصدر: Scott 2011) ،

ال عروق الوداجي استنزاف الرأس والرقبة.

ال الأوردة العضدية استنزف الأجنحة.

ال عروق صدرية استنزاف عضلات الصدر والصدر الأمامي.

ال الوريد الأجوف العلوي (أو precavae) استنزاف المناطق الأمامية من الجسم.

ال الوريد الأجوف السفلي (أو postcava) يستنزف الجزء الخلفي من الجسم.

ال الوريد الكبدي يستنزف الكبد.

ال الوريد البابي الكبدي يستنزف الجهاز الهضمي.

ال الوريد العصعصي يستنزف الجهاز الهضمي الخلفي ويفرغ في الوريد البابي الكبدي.

ال عروق الفخذ استنزاف الساقين.

ال الأوردة الوركية استنزاف مناطق الورك أو الفخذ.

    يتكون من بلازما + عناصر مشكلة
      البلازما عبارة عن ماء إلى حد كبير (

    • خلايا الدم الحمراء للطيور (تظهر على اليمين) ، على عكس الثدييات ، بيضاوية الشكل وذات نواة. في معظم الأنواع ، يبلغ حجم خلايا الدم الحمراء حوالي 6 × 12 ميكرون (كرات الدم الحمراء في الثدييات يبلغ قطرها عادة 5.5 - 7.5 ميكرون). التركيزات النموذجية هي 2.5 إلى 4 مليون / مم مكعب. يبلغ عمر خلايا الدم الحمراء في الطيور 28-45 يومًا (أقصر من الثدييات ، على سبيل المثال ، حوالي 120 يومًا في البشر). تحتوي خلايا الدم الحمراء على الهيموجلوبين ، وهو الجزيء المسؤول عن نقل الأكسجين في جميع أنحاء الجسم ، ويتم إنتاجه في نخاع العظام. ومع ذلك ، فإن العديد من عظام الطيور تعمل بالهواء المضغوط (تخترقها الأكياس الهوائية) ولا تحتوي على نخاع. يقع نخاع العظام المكونة للدم (نخاع إنتاج خلايا الدم الحمراء) في نصف القطر ، الزند ، عظم الفخذ ، عظم الظنبوبي ، الكتف ، الفراء (الترقوة) ، العانة ، والفقرات الذيلية.

    هيكل عظمي لصخرة حمامة (كولومبا ليفيا) تُظهر العظام (المظللة) التي تحتوي على نخاع ينتج خلايا الدم الحمراء ، بما في ذلك نصف قطر وزند الجناح ، وعظم الفخذ والظهر الظنبوبي للساق ، وفركولا وكتف الحزام الصدري ، وعانة حزام الحوض ، والذيلية فقرات. معظم العظام الأخرى (باستثناء العظام الصغيرة جدًا) يتم نفخها بالهواء المضغوط (Schepelmann 1990).

    الاختلافات في خلايا الدم الحمراء للطيور والثدييات - ظهرت الثدييات ، التي طورت التمثيل الغذائي الهوائي ، في العصر الترياسي ، عندما كان محتوى الأكسجين في الغلاف الجوي أقل بنسبة 50 ٪ تقريبًا من المستويات الحالية وحتى أقل من العصر الجوراسي (عندما تطورت الطيور). في ظل هذه الظروف ، فضل الانتقاء الطبيعي فقدان النوى في خلايا الدم الحمراء للثدييات (مما يجعل الخلايا أصغر حجمًا ويسمح بأن تصبح الشعيرات الدموية أصغر في القطر) والتغيير إلى شكل ثنائي التجويف (زيادة مساحة السطح وتعزيز الانتشار في وخروج خلايا الدم الحمراء). تطورت الطيور ، بجهازها التنفسي الفعال ، خلال العصر الجوراسي عندما اقترب محتوى الأكسجين في الغلاف الجوي للأرض من المستوى الحالي ، لذلك لم يكن هناك ضغط انتقائي لإزالة النوى من خلايا الدم الحمراء أو تغيير الشكل (جافريلوف 2013).


    تعتمد درجة تشبع الهيموجلوبين بالأكسجين (٪ من الجزيئات المرتبطة بالأكسجين) على الضغط الجزئي للأكسجين (الموضح هنا للعديد من الكائنات الحية في منحنيات تفكك الأكسجين والهيموجلوبين). P50 هو الضغط الجزئي الذي يحدث عنده 50٪ تشبع عالي التقارب لهيموغلوبين منخفض P50 ومنحنى يتحول إلى اليسار ، بينما الهيموغلوبين منخفض التقارب يكون له P50 مرتفع ومنحنى متحرك إلى اليمين.
    (المصدر: http://www.sfu.ca/biology/courses/bisc445/lectures/respiration_2_circulation.html)

        • الصفيحات الدموية للطيور (كما هو موضح أعلاه مع خليتين من خلايا الدم الحمراء) ، المنواة أيضًا ، يمكن مقارنتها بالصفائح الدموية غير النواة لدم الثدييات. تعتبر الصفيحات مهمة في الإرقاء (تخثر الدم).
        • تلعب خلايا الدم البيضاء دورًا مهمًا في حماية الطيور من العوامل المعدية مثل الفيروسات والبكتيريا. تحتوي الطيور على عدة أنواع من خلايا الدم البيضاء:


        مسح منظر المجهر الإلكتروني لخلايا الصفيحات الملتصقة بالصفائح المبطنة بالكولاجين (يؤدي التعرض للكولاجين إلى تجلط الصفيحات في الطيور ، والصفائح الدموية في الثدييات ، لإطلاق مواد كيميائية تجعلها `` لزجة '' ، تختلف المواد الكيميائية التي تطلقها الصفائح الدموية في الثدييات عن تلك التي تطلقها خلايا الصفيحات للطيور و تجعل الصفائح الدموية أكثر لزوجة من الصفيحات). تكون الصفيحات في الطيور أكبر من الصفائح الدموية في الثدييات ، ولها نواة ، وعلى عكس الصفائح الدموية في الثدييات ، لا تشكل مجاميع ثلاثية الأبعاد. (الائتمان: بن الطب)

        هل يمكن أن تصاب الطيور بنوبات قلبية وسكتات دماغية؟ - الصفيحات الدموية في الثدييات هي خلايا دائرية صغيرة لا نوى تشكل جلطات (جلطات أو سدادات) ملتصقة بإحكام (أي جلطات أو سدادات) لمنع فقدان الدم بعد إصابة الأوعية. يمكن أن تتسبب جلطات الصفائح الدموية التي تتكون في الشرايين التاجية والشرايين السباتية للإنسان أيضًا في الإصابة بأمراض الأوعية الدموية الشائعة مثل احتشاء عضلة القلب ("النوبات القلبية") والسكتة الدماغية وهي هدف الأدوية المستخدمة لعلاج هذه الأمراض. تمتلك الطيور أنظمة قلبية وعائية عالية الضغط مثل الثدييات ، ولكنها تحتوي على صفيحات نواة في دمائها بدلاً من الصفائح الدموية. شماير وآخرون. وجد (2011) أن صفيحات الطيور تستجيب للعديد من المحفزات المنشطة نفسها مثل الصفائح الدموية في الثدييات (وبالتالي تساعد في وقف فقدان الدم من الأوعية الدموية التالفة) ولكن ، على عكس الصفائح الدموية في الثدييات ، لا يمكن أن تشكل جلطة شديدة الالتصاق في الشرايين. تكون الصفيحات في الطيور أكبر من الصفائح الدموية في الثدييات وأقل لزوجة (لأنها تطلق مواد كيميائية مختلفة) من الصفائح الدموية في الثدييات عند تعرضها للكولاجين (النسيج الضام الذي تتعرض له الصفيحات والصفائح الدموية عند حدوث كسر في الأوعية الدموية). عندما تتلف الشرايين السباتية للفئران ، تشكل الصفائح الدموية الجلطات الدموية التي يمكن أن تمنع تدفق الدم (تحقق من هذا الفيديو الذي يظهر استجابة الصفائح الدموية البشرية عند تعرضها لصفيحة مغطاة بالكولاجين). ضغط تدفق الدم إلى الشرايين السباتية للفئران) لم يتسبب في تكوين الجلطات (راجع هذا الفيديو الذي يظهر استجابة صفيحات الدجاج عند تعرضها لصفيحة مغطاة بالكولاجين). تشير هذه النتائج إلى أن الصفائح الدموية في الثدييات ، على عكس الصفيحات الدموية للطيور ، سوف تشكل الجلطات الدموية حتى في الشرايين حيث يكون تدفق الدم سريعًا وتحت ضغط مرتفع ، وهو عنصر أساسي في أمراض القلب والأوعية الدموية لدى الإنسان.

        • بسبب المنافسة الشديدة للوصول إلى الاصحاب.
        • تثبيط المناعة بسبب الآثار السلبية للأندروجينات على وظيفة المناعة.

        في BF ، تنضج الخلايا البائية وتصبح وظيفية ثم تنتقل إلى الدم والطحال واللوزتين الأعور ونخاع العظام والغدة الصلبة (الزئبق في الرسم البياني أدناه) والغدة الصعترية.


        في الطيور ، يحدث معظم تنويع Ig عن طريق التحويل الجيني في جراب فابريسيوس.
        ومع ذلك ، يتم تحقيق المزيد من التنويع Ig عن طريق فرط الطفرات الجسدية في الأعضاء اللمفاوية الثانوية (من: Kohonen et al.2007).

        تنتج الخلايا الليمفاوية B ثلاث فئات من الأجسام المضادة بعد التعرض لكائن مرضي: IgM و IgY (ما يعادل IgG للثدييات) و IgA. يظهر Ig M بعد 4-5 أيام بعد التعرض لكائن مرضي ثم يختفي لمدة 10-12 يومًا. تم اكتشاف IgY بعد 5 أيام بعد التعرض ، ويبلغ ذروته في 3 إلى 3 1/2 أسابيع ، ثم ينخفض ​​ببطء. يظهر Ig A بعد 5 أيام من التعرض. يوجد هذا الجسم المضاد بشكل أساسي في إفرازات مخاط العين والأمعاء والجهاز التنفسي ويوفر حماية "محلية" لهذه الأنسجة.

        لا تمتلك الأجسام المضادة القدرة على قتل الفيروسات أو البكتيريا بشكل مباشر. تؤدي الأجسام المضادة (خاصة IgY) وظيفتها من خلال الارتباط بكائنات المرض (مثل البكتيريا) وحجب مستقبلاتها. ثم يتم منع الكائنات الحية المرضية من الالتصاق بالخلايا المستهدفة. يمكن للأجسام المضادة المرفقة أيضًا أن تسهل تدمير مسببات الأمراض عن طريق الخلايا البلعمية.


        IgY Ab = الجسم المضاد IgY
        المصدر: http://www.genwaybio.com/technology.htm

        تبدأ الخلايا الليمفاوية التائية بنفس الخلايا الجذعية مثل الخلايا البائية ، ولكنها مبرمجة في الغدة الصعترية بدلاً من BF. تتضمن الخلايا اللمفاوية التائية عددًا غير متجانسة من السكان أكثر من الخلايا البائية. تعمل بعض الخلايا التائية عن طريق إنتاج اللمفوكينات (تم تحديد أكثر من 90 خلية مختلفة) والبعض الآخر يدمر الكائنات المرضية مباشرة. تعمل بعض الخلايا التائية على تعزيز استجابة الخلايا البائية أو الضامة أو غيرها من الخلايا التائية (المساعدة) ، والبعض الآخر يثبط نشاط هذه الخلايا (الكابتات).

        كيف حصل الطاووس على ذيله؟ - إنه سؤال حير علماء الحيوان لأكثر من قرن. لاحظ تشارلز داروين لأول مرة أن الطاووس الانتقائي يلعب دورًا حاسمًا في تطور هذا العرض الجنسي الباهظ. "قد نستنتج أن هؤلاء الذكور الأكثر قدرة على إرضاء أو إثارة الأنثى ، من خلال سحرهم المختلف ، يتم قبولهم في ظل الظروف العادية. وإذا تم قبول ذلك ، فليس هناك صعوبة كبيرة في فهم كيفية اكتساب ذكور الطيور تدريجياً لشخصيات الزينة الخاصة بهم كتب داروين. Moller and Petrie (2002) يقترحان الآن أن الريش قد ينقل على وجه التحديد قوة الجهاز المناعي للرجل ورغبته في أن يكون رفيقًا له. اقترح هاميلتون وزوك (1982) أولاً أن الذكور "المبتهجين" يشيرون إلى الإناث بأنهم ، إن لم يكونوا خاليين من الطفيليات ، فإن الطفيليات "طفيليات". لكن ، كان هناك القليل من الأدلة لدعم هذه الفرضية. يعتقد مولر أن السبب في ذلك هو أن الناس كانوا ينظرون إلى الطفيليات الخطأ. قال مولر: "إذا نظرت إلى جنسنا البشري ، فإننا نتعرض للهجوم من قبل مئات الأنواع المختلفة من الطفيليات". "لذلك إذا أردت دراسة عبء الطفيليات لدينا ، فعليك تحديد جميع الطفيليات ، من الديدان الشريطية إلى قمل الرأس ، ومعرفة مدى وفرتها وكيف تؤثر علينا. سيكون من المستحيل عمليًا ، لذلك قررنا التركيز على الجهاز المناعي." أخذ مولر وبيتري عينات دم من ذكر الطاووس الأزرق (بافو كريستاتوس) وسجل عدد الخلايا البائية والتائية ، كما قام بقياس ذيول الطاووس وحساب عدد بقع العين. اكتشفوا أن حالة وطول ذيل الطاووس مرتبطان بإنتاج الخلايا البائية ، وحجم بقع العين لإنتاج الخلايا التائية. قال مولر: "النتيجة الرئيسية التي توصلنا إليها هي أن الإناث تبحث في جوانب مختلفة من الكفاءة المناعية للرجل". في الواقع ، يسير الذكور على لوحات إعلانية تعلن عن صحتهم وحالتهم. وهذه الأشياء مهمة. أظهرت الأبحاث السابقة أنه في الدجاج والسمان ، على الأقل ، يخضع الجهاز المناعي للسيطرة الوراثية ، لذا سيرث الأبناء قدرة والديهم على محاربة الطفيليات. وبالتالي ، من المفيد أن تكون الإناث انتقائية لأن صيصانها بدورها ستعيش بشكل أفضل وتتزاوج مع إناث أخرى يصعب إرضاؤها على حد سواء. - سانجيدا أوكونيل ، الإندبندنت (لندن) ، 9 سبتمبر 2002


        شجرة السنونو

        المناعة في بعض المكونات المناعية لسنونو الشجرة التي تعيش بحرية - تظهر مجموعة متنوعة من الكائنات الحية الحرة زيادات في معدلات الوفيات و / أو انخفاض في النجاح الإنجابي مع تقدم العمر. ومع ذلك ، فإن الآليات الفسيولوجية الكامنة وراء هذه الأنماط الديموغرافية للشيخوخة غير مفهومة جيدًا. تم توثيق الترقق المناعي ، وهو تدهور وظيفة المناعة المرتبط بالعمر ، بشكل جيد في البشر وفي النماذج المختبرية ، وغالبًا ما يؤدي إلى زيادة معدلات الاعتلال والوفيات بسبب المرض. ومع ذلك ، لا يُعرف الكثير عن التورم المناعي في الكائنات الحية الحرة. بالاسيوس وآخرون (2007) درس التعرق المناعي في مجموعة تعيش بحرية من شجرة السنونو (Tachycineta bicolor) ، وتقييم ثلاثة مكونات لجهاز المناعة واستخدام الاختبارات المناعية في الجسم الحي وفي المختبر. أظهرت الوظيفة المناعية في إناث شجرة السنونو نمطًا معقدًا مع تناقص المناعة المكتسبة من الخلايا التائية مع تقدم العمر ، ولكن لم يحدث ذلك مع المناعة الخلطية المكتسبة أو الفطرية. تناقص تكاثر الخلايا الليمفاوية في المختبر الذي تحفزه ميثوجينات الخلايا التائية مع تقدم العمر ، مما يشير إلى أن انخفاض وظيفة الخلايا التائية قد يكون إحدى الآليات الكامنة وراء نمط التقلص المناعي للاستجابة بوساطة الخلايا في الجسم الحي التي تم وصفها مؤخرًا لنفس هذه المجموعة السكانية. توفر هذه النتائج الوصف الأكثر شمولاً لأنماط وآليات المناعة في مجموعة الفقاريات التي تعيش بحرية حتى الآن. يجب أن تركز الأبحاث المستقبلية على الآثار البيئية للتضخم المناعي والأسباب المحتملة للاختلاف في الأنماط بين الأنواع.

        نظام القلب والأوعية الدموية للطيور قادر على الاستجابة بسرعة للتغيرات في مستويات النشاط (على سبيل المثال ، الراحة مقابل الطيران) من خلال التغيرات في معدل ضربات القلب ، والناتج القلبي ، وتدفق الدم (عن طريق تضيق الأوعية وتوسع الأوعية).

        تم الحصول على قياسات معدل ضربات القلب أثناء الراحة فقط بعد توقف كل طائر عن نشاطه في القفص المظلم وبقاءه هادئًا.
        تم قياس معدل ضربات القلب في حالة الإثارة (أثناء الإثارة) عندما أصبح الحيوان متحمسًا إلى أقصى حد بسبب ذلك
        تم تقييد الحركة في القفص يدويًا (Machida and Aohagi 2001).



        معدل ضربات القلب وعمق الغوص وزاوية جسم أنثى العيدر (Somateria mollissima) أثناء الغطس والطيران. (أ ، ب) معدل ضربات القلب يبلغ 250 و 300 نبضة في الدقيقة ، (ج) معدل ضربات القلب الصاعد والهبوطي الذي يساوي أو يزيد عن 10 نبضة في الدقيقة في الثانية (القيم المطلقة) ، (د) الانحراف المعياري لعمق الغوص حتى 0.1 م ، و (هـ) التغيير في زاوية الجسم. تشير الأسهم التي تشير إلى الأعلى والأسفل إلى نقطة الإقلاع والهبوط ، على التوالي (من: Pelletier et al.2007).

        • من الواضح أن الطائر لا يستطيع التنفس عندما يكون تحت الماء ، لذلك تبدأ مستويات الأكسجين في الجسم في الانخفاض وبالتالي ،
        • يجب توزيع الأكسجين إلى الأماكن التي تشتد الحاجة إليها
        • الحفاظ على الحرارة (هذه مشكلة محتملة للطيور التي تغوص في الأعماق والطيور التي تغوص في الماء البارد)


        المصدر: http://eee.uci.edu/courses/bio112/diving.htm

        نتيجة لذلك ، عندما يغوص البطريق ، تحصل خلايا العضلات على الكثير من الأكسجين الذي يسمح لها بالبقاء نشطة. الأنسجة الأخرى ، بالطبع ، لا "تخزن" الأكسجين مثل العضلات. هذه الأنسجة ، مثل الدماغ ، لا تزال تعتمد على الأكسجين الذي يتم نقله في الدم. ومع ذلك ، نظرًا لأن عضلات الهيكل العظمي تحتاج إلى كمية أقل من الأكسجين ، يتوفر المزيد للأنسجة الأخرى مثل الدماغ.

        • تضيق الأوعية المحيطية (يذهب أقل من الدم وحرارة الأمبير إلى سطح الجسم مما يقلل من فقدان الحرارة)
        • تضيق الأوعية الدموية التي تغذي الجهاز الهضمي (مما يعني توصيل كمية أقل من الدم ، ولكن عند الغوص ، يمكن أن `` يغلق '' الجهاز الهضمي مؤقتًا للحفاظ على الطاقة)
        • توسع الأوعية الدموية التي تغذي الجهاز العصبي المركزي والقلب (مما يعني توصيل المزيد من الدم)


        المصدر: http://www.zoo.utoronto.ca/stephenson/Research/Diving.htm


        كيف تتجنب طيور البطريق الانحناءات - البطاريق غواصون من الدرجة الأوليمبية. بعد التنفس العميق ، يمكنهم الغطس مئات الأمتار لعدة دقائق ، والقفز لفترة وجيزة ، ثم الغوص مرة أخرى. هذا يجب أن يسبب الانحناءات ، أو مرض تخفيف الضغط ، لكن يبدو أن طيور البطريق محصنة. اكتشف الباحثون الآن عادة الغوص التي قد تساعد في تفسير السبب: في طريقهم صعودًا من الأعماق ، تبطئ طيور البطريق Ad & eacutelie و King وتطفو على السطح بزاوية مائلة - في الواقع تحاكي تخفيف الضغط الدقيق للغواصين البشريين. تمتلك الحيوانات البحرية مجموعة متنوعة من الاستراتيجيات لمنع الانحناءات. في الغواصين البشريين ، تؤدي زيادة الضغط تحت الماء إلى دفع النيتروجين الموجود في الهواء داخل تجاويف الجسم إلى الدم. إذا ظهر الغواصون قبل إزالة النيتروجين ، فقد يعانون من التواء المفاصل وصعوبة التنفس وحتى الشلل. تمتلك العديد من الحيتان والفقمات دمًا وعضلاتًا تتكيف للحفاظ على الأكسجين ، كما يمكنها أيضًا انهيار رئتيها قبل الغوص لإخراج الهواء. لا تتمتع طيور البطريق بهذه السهولة: لا تنهار رئتيها ، ويحتاج الغواصون المزدهرون إلى جرعة جيدة من الأكسجين للسباحة بقوة. لمعرفة كيفية تحرك طيور البطريق في العمق ، قام كاتسوفومي ساتو وزملاؤه (Sato et al. 2002) بإرفاق مسجلات بيانات إلى Ad & eacutelie وطيور البطريق الملك قبالة شواطئ القارة القطبية الجنوبية وجزيرة كروزيت ، على بعد حوالي 1000 كيلومتر. قامت الأدوات بقياس تأثيرات الأعماق والسرعة والتسارع والتباطؤ من ضربات الجناح لأكثر من 650 غطسة. من هذه البيانات ، قدر فريق ساتو حجم الهواء في رئتي البطريق أثناء نزولهم وصعودهم. كشفت ملامح الغوص أن طيور البطريق ترفرف زعانفها باستمرار في طريقها إلى الأسفل. في رحلات العودة ، بعد السباحة في منتصف الطريق ، توقفوا وتركوا طفوهم الطبيعي يمنحهم صعودًا مجانيًا. لكن المثير للدهشة ، أنه بدلاً من إطلاق النار بشكل مستقيم ، انحرفت طيور البطريق بزاوية مائلة ، مما أدى إلى إبطاء صعودها بشكل كبير ، حسبما أفاد الفريق في عدد مايو من مجلة Journal of Experimental Biology. هذا يزيد من مقدار الوقت الذي تقضيه طيور البطريق في المياه الضحلة مع القليل من الفرائس ، ولكن يمكن أن يوفر الوقت للنيتروجين ، تحت ضغط منخفض ، للعودة إلى الهواء داخل تجاويف الجسم. هذه النتائج تثير اهتمام عالم الأحياء البحرية دان كوستا من جامعة كاليفورنيا ، سانتا كروز: لقد أجروا قياسات دقيقة ومتبصرة لسلوك الغطس الدقيق لاثنين من طيور البطريق ، مدعومة بنماذج معقدة للغاية من حجم الرئة ، وقد تكون صحيحة. ومع ذلك ، يحذر من وجود تفسيرات بديلة لسبب إبطاء طيور البطريق من صعودها ، مثل البحث عن الحيوانات المفترسة. - نورين باركس ، Academic Press Daily InScight

        باتلر ، P. J. 2001. الغوص وراء الحدود. أخبار في العلوم الفسيولوجية 16: 222-227.

        بتلر ، بي جيه ، إن إتش ويست ، ودي آر جونز. 1977. الاستجابات التنفسية والقلبية الوعائية للحمام للرحلة المستمرة والمستوية في نفق هوائي. مجلة البيولوجيا التجريبية 71: 7-26.

        هاملتون ، دبليو دي وم. زوك. 1982 اللياقة الحقيقية القابلة للتوريث والطيور اللامعة: دور للطفيليات؟ Science 218: 384-387.

        Kohonen ، P. ، K.-P. نيرا و O. Lassila. 2007. نموذج الطيور لمناعة الخلايا البائية - جينومات جديدة وعلم ترانسسكريبتوميكس. المجلة الاسكندنافية لعلم المناعة 66: 113 & ndash121.

        لو ، واي. ، ت.ن.جيمس ، إم. بوتسما ، وإف تيراساكي. 1993. التنظيم النسيجي للصمامات الأذينية البطينية اليمنى واليسرى لقلب الدجاج وعلاقتهما بحلقة بوركينجي الأذينية البطينية وفرع الحزمة الأوسط. سجل تشريحي 235: 74-86.

        ماتشيدا ، ن. وي. أوهاجي. 2001. تخطيط القلب ومعدل ضربات القلب وأوزان القلب للطيور الحية. مجلة طب الحيوانات والحياة البرية 32: 47.554.

        M & oslashller، A. P.، J. Erritz & oslashe، & amp L. Z. Garamszegi. 2004. التباين بين حجم الدماغ والمناعة في الطيور: الآثار المترتبة على تطور حجم الدماغ.
        مجلة علم الأحياء التطوري 18: 223-237.

        M & oslashller، A.P. and M. Petrie. 2002. الاعتماد على الحالة ، والإشارات الجنسية المتعددة ، والكفاءة المناعية في الطاووس. علم البيئة السلوكي 13: 248-253.

        Oglesbee، B. L.، R. L. Hamlin، H. Klingaman، J. Cianciola، and S.P Hartman. 2001. القيم المرجعية لتخطيط القلب الكهربائي للببغاوات (آرا sp.) و Cockatoos (كاكاتوا ص). مجلة طب وجراحة الطيور 15: 17-22.

        بالاسيوس ، إم جي ، جي إي كونيك ، دي دبليو وينكلر ، وسي إم فليك. 2007. المناعة في بعض وليس كل مكونات المناعة في الفقاريات التي تعيش بحرية ، وهي شجرة السنونو. بروك. الأكاديمية الملكية في لندن ب ، عبر الإنترنت مبكرًا.

        بيليتير ، دي ، إم جيليميت ، ج. - إم. Grandbois ، و P. J. Butler. 2007. حان وقت التحرك: ربط سلوك الطيران والبحث عن الطعام في طائر غوص. رسائل علم الأحياء 3: 357-359.

        Sato, K., Y. Naito, A. Kato, Y. Niizuma, Y. Watanuki, J. B. Charrassin, C.-A. Bost, Y. Handrich, and Y. Le Maho. 2002. Buoyancy and maximal diving depth in penguins: do they control inhaling air volume? ياء إكسب. بيول. 205: 1189-1197.

        Schepelmann, K. 1990. Erythropoietic bone marrow in the pigeon: development of its distribution and volume during growth and pneumatization of bones. Journal of Morphology 203: 21-34.

        Schmaier, A. A., T. J. Stalker, J. L. Runge, D. Lee, C. Nagaswami, P. Mericko, M. Chen, S. Cliche, C. Gariepy, L. F. Brass, D. A. Hammer, J. W. Weisel, K. Rosenthal, and M. L. Kahn. 2011. Occlusive thrombi arise in mammals but not birds in response to arterial injury: evolutionary insight into human cardiovascular disease. Blood 118: 3661-3669.

        Scott, G. R., S. Egginton, J. G. Richards, and W. K. Milsom. 2009. Evolution of muscle phenotype for extreme high altitude flight in the Bar-headed Goose. Proceedings of the Royal Society B: online early.


        مقدمة

        Mitochondria are the crossroads of cell life-and-death processes. First, they are essential to fuel life-sustaining metabolic processes via the production of energy as adenosine triphosphate (ATP) during respiration and oxidative phosphorylation (OXPHOS). Second, mitochondria play a key-role in the cell ageing process, with progressive mitochondrial dysfunctions accumulating with age[1]. Among these alterations, increased mitochondrial production of reactive oxygen species (ROS) appear to be important. Mitochondria are a primary source of ROS, which are molecules having crucial physiological functions, like cell signalling and redox state regulation[2]. However, the production of ROS is also thought to have a pro-ageing effect[3, 4]. Indeed, when ROS production is exceeding the antioxidant defences and the repairing cell machinery (a situation defined as oxidative stress), oxidative damage accumulate in all cell components[3, 4]. Accordingly, oxidative stress is involved in many cellular defects, which in turn can lead to impairment of tissue functioning and organismal death.

        Mitochondria are present in most eukaryotic cell types with few remarkable exceptions, such as mammalian erythrocytes which lose their nucleus and mitochondria during erythroblast maturation[5]. Two non-mutually exclusive reasons have been proposed to explain the loss of mitochondria in mature erythrocytes. First, because the main function of erythrocytes is to carry oxygen but mitochondria are oxygen consumers, the loss of mitochondria during maturation should improve oxygen transport. Note that, although mammalian erythrocytes do not produce ATP through OXPHOS, they can rely on glycolysis to fuel their own energy demanding processes[6, 7]. Second, the loss of mitochondria might lessen the exposure of mammalian erythrocytes to the potentially deleterious production of mitochondrial ROS[6], with the theoretical benefit of maximizing their lifespan. The potential implication of mitochondrial ROS production in the loss of mitochondria and nucleus throughout evolution for mammals is referred to hereafter as the mitochondrial stress hypothesis. Considering oxygen consumption and ROS production as two factors disfavouring the presence of mitochondria within erythrocytes, it would be expected that similar evolutionary pressures would select for the absence of mitochondria in the erythrocytes of all vertebrate species.

        Mature erythrocytes of almost all fish, amphibian, reptile and bird species keep their nucleus during maturation (see[8] for exception in some salamander species), but little is known about the presence and functionality of mitochondria in these cells, except for fish. Indeed, fish erythrocytes have been demonstrated to possess the complete cellular machinery with functional ribosomes[9] and mitochondria[10–13], thus allowing protein synthesis and full cellular activity[14]. In amphibians, mature erythrocytes retain occasionally a few mitochondria, which are often of aberrant morphology[15] even if there is some functional evidence of their presence[16]. In reptiles, there is no clear microscopic evidences to suggest mitochondrial presence in erythrocytes but there seems to be some functional arguments supporting such occurrence[17, 18]. Studies examining the presence of mitochondria in bird erythrocytes have reached contradictory conclusions, with some reporting these to be present[19–22], while others report these to disappear during cell maturation[23–25]. Interestingly, a recent study has reported the production of mitochondrial superoxide production within mature avian erythrocytes[26], but more expanded experimental investigation of the presence of functional mitochondria in avian erythrocytes is still lacking.

        In the present study, we investigated the presence and functionality of mitochondria in erythrocytes of the zebra finch (Taeniopygia guttata). We used transmission electron microscopy (TEM) to demonstrate the presence of mitochondria in avian erythrocytes. We then tested whether those mitochondria were functional by analysing their respiratory activity using high-resolution respirometry, in response to diverse mitochondrial substrates and inhibitors. In addition, we checked their production of ROS using fluorometric assays. Throughout these different steps, we carried out measures on whole blood cells of birds, and we ran in parallel the same analyses of whole blood cells of mice as a negative control since mice erythrocytes lack mitochondria (see materials and methods for details). Finally, to explore whether the presence of mitochondria in erythrocytes leads to higher oxidative stress as stated by the mitochondrial stress hypothesis, we compared oxidative stress markers in the plasma of adult zebra finch and a size-matched mammalian model, the mouse.

        Our study shows that zebra finches erythrocytes possess functional mitochondria, in terms of respiratory activity and ROS production. However, contrary to the expectations of the mitochondrial stress hypothesis, we found no evidence that the presence of functional mitochondria within erythrocytes leads to elevated levels of oxidative stress in the blood of zebra finches (compared to mice).


        Birds Are Endothermic

        Endothermic? It means that they generate and maintain high body temperature as a result of metabolic heat production. Endothermy allows birds to thrive in the most extreme habitats and range of ambient temperatures.

        Being endothermic allows birds to fulfill the metabolic demands of flight and temperature regulation. The red fibers of avian flight muscles have an extraordinary capacity for sustained work and produce heat by shivering.

        The avian circulatory and respiratory systems are powerful and efficient in delivering fuel and removing waste and metabolism for flight.


        الجهاز التنفسي

        The form of the lungs and the methods of irrigating them may also influence activity by affecting the efficiency of gas exchange. In snakes the lungs are simple saclike structures having small pockets, or alveoli, in the walls. In the lungs of all crocodiles and many lizards and turtles, the surface area is increased by the development of partitions that, in turn, have alveoli. Because exchange of respiratory gases takes place across surfaces, an increase of the ratio of surface area to volume leads to an increase in respiratory efficiency. In this regard the lungs of snakes are not as effective as the lungs of crocodiles. The elaboration of the internal surface of lungs in reptiles is simple, however, compared with that reached by mammalian lungs, with their enormous number of very fine alveoli.

        Most reptiles breathe by changing the volume of the body cavity. By contractions of the muscles moving the ribs, the volume of the body cavity is increased, creating a negative pressure, which is restored to atmospheric level by air rushing into the lungs. By contraction of body muscles, the volume of the body cavity is reduced, forcing air out of the lungs.

        This system applies to all modern reptiles except turtles, which, because of the fusion of the ribs with a rigid shell, are unable to breathe by this means they do use the same mechanical principle of changing pressure in the body cavity, however. Contraction of two flank muscles enlarges the body cavity, causing inspiration. Contraction of two other muscles, coincident with relaxation of the first two, forces the viscera upward against the lungs, causing exhalation.

        The rate of respiration, like so many physiological activities of reptiles, is highly variable, depending in part upon the temperature of the environment and in part upon the emotional state of the animal.


        What is the Difference Between Mammal and Reptile?

        The key difference between mammal and reptile is the way they regulate body heat. Mammals can produce body heat while reptiles need an external heat source such as the sun to maintain body temperature. It is, for this reason, most reptiles bask in the sun to get warm.

        Another difference between mammal and reptile is that the mammals give birth to live young while the reptiles lay eggs. Also, the mammal offspring is very dependent on their parents for protection and nourishment while the reptile offspring do not become dependent on their parents since they abandon them after hatching the eggs.

        Also, a significant difference between mammal and reptile is their appearance. That is the mammals have hairs and furs while reptiles have scales. The below infographic on difference between mammal and reptile shows more differences between them.


        Amphibian Circulatory Systems

        In amphibians, reptiles, birds, and mammals, blood flow is directed in two circuits: one through the lungs and back to the heart (pulmonary circulation) and the other throughout the rest of the body and its organs, including the brain (systemic circulation).

        Amphibians have a three-chambered heart that has two atria and one ventricle rather than the two-chambered heart of fish (figure b). The two atria receive blood from the two different circuits (the lungs and the systems). There is some mixing of the blood in the heart&rsquos ventricle, which reduces the efficiency of oxygenation. The advantage to this arrangement is that high pressure in the vessels pushes blood to the lungs and body. The mixing is mitigated by a ridge within the ventricle that diverts oxygen-rich blood through the systemic circulatory system and deoxygenated blood to the pulmocutaneous circuit where gas exchange occurs in the lungs and through the skin. For this reason, amphibians are often described as having double circulation.


        مثال 3

        To demonstrate the compatibility of DNA extracted according to the present invention, two different TAQMAN assays were performed. First, a primer/probe set complementary to the chicken glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase (GAPDH) was designed and made commercially. The primers were made at Gibco BRL (Gaithersburg, Md.) and the probe was synthesized by Operon Technologies (Alameda, Calif.). The primers used were designed as follows:

        chGAPDH-1: 5′-TCCCAGATTTGGCCGTATTG-3′ (SEQ ID NO: 1) and
        chGAPDH-2: 5′-CCACTTGGACTTTGCCAGAGA-3′ (SEQ ID NO: 2). The sequence of the chGAPDH probe was 5′-CCGCCTGGTCACCAGGGCTG-3′ (SEQ ID NO: 3). The chGAPDH probe was labeled with FAM (6-carboxyfluorescin) at the 5′ end and TAMRA (N,N,N′,N′-tetramethyl-6-carboxyrhodamine) at the 3′ end. The TAQMAN assay measures the increase of relative fluorescence due to hybridization of the chGAPDH probe to the PCR product and the resulting endonucleolytic cleavage of the probe. The cleavage releases the FAM molecule from the probe so that its fluorescence is no longer quenched by TAMRA.

        TAQMAN reactions were carried out in 50 ul volumes by adding 100 to 300 ng of DNA, extracted from blood obtained from randomly-selected White Leghorn chicks according to the method of the present invention described in Example 1 above. To each reaction tube, 0.75×PCR Buffer (Perkin-Elmer, Foster City, Calif.), 0.25× TAQMAN buffer (Perkin-Elmer), 2.5 mM MgC12, 5% DMSO, 125 μM dATP, 125 μM dCTP, 125 μM dGTP, 250 μM UTP, 0.9 μM forward primer, 0.9 μM reverse primer, 40 nM chGAPDH probe, 0.05 U/μl AmpliTaq Gold DNA Polymerase (Perkin-Elmer), 0.004 U/μl and AmpErase UNG (Perkin-Elmer) was added according to the manufacturer's recommendations. Reactions were analyzed on a Perkin-Elmer Applied Biosystems Sequence Detector Model 7700 using the following conditions: 50° C. for 2 minutes, 95° C. for 10 minutes, followed by 40 or 50 cycles of 95° C. for 15 seconds and 60° C. for 1 minute.

        Results of the TAQMAN reaction were visualized as an increase in the fluorescence (εRn) during each cycle of the PCR reaction. An increase in εRn at an earlier cycle indicates the presence of more copies of that particular sequence, whereas an increase in εRn at a later cycle indicates that fewer copies of the sequence are present. Thus, TAQMAN data can determine the presence of a specific sequence and the relative quantity of that sequence.

        تين. 3 depicts the results of the TAQMAN amplification assay measuring fluorescence at each cycle of the PCR reaction. The cycle number is shown on the x-axis (only cycles 18-50 are shown). ΔRn is the increase of relative fluorescence due to hybridization of the chGAPDH probe to the PCR product and the resulting endonucleolytic cleavage of the probe. As shown in FIG. 3, the three control samples (blanks) produced overlapping curves that show no increase in ΔRn, while the DNA samples obtained from all 21 White Leghorn chicks gave rise to very similar amplification plots showing hybridization of the probe to the chGAPDH gene. These results indicate that the high throughput DNA extraction method of the present invention used with TAQMAN amplification assay provides an accurate and consistent method to detect the presence of a specific gene sequence in genomic DNA.


        Is there a purpose for nucleated red blood cells in reptile, avian and fish blood? - مادة الاحياء

        Reproduced with the permission of K. Latimer, DVM, PhD, DACVP, Veterinary Clinical Pathologist.

        Veterinary Clinical Pathology Clerkship Program

        Small Mammal Hematology: Leukocyte Identification in Rabbits and Guinea Pigs

        Vanessa K. Lester, DVM Heather L. Tarpley, DVM Kenneth S. Latimer, DVM, PhD

        Class of 2005 (Lester) and Department of Pathology (Tarpley, Latimer) College of Veterinary Medicine, University of Georgia, Athens, GA 30602-7388

        معلومات عامة

        Rabbits and guinea pigs are common companion and laboratory animals. This web page is designed as a descriptive and visual guide to help veterinarians recognize the different leukocyte types in Romanowsky-stained blood smears. Also presented is basic information concerning leukogram characteristics in these animals during health and disease.

        Most of the leukocytes in rabbits and guinea pigs appear very similar to those of other mammals. Novices may easily mistake heterophils (the lapine and cavian equivalent of neutrophils) for eosinophils. Heterophils have the same function as other mammalian neutrophils, but they have acidophilic or eosinophilic granules in their cytoplasm. They are sometimes referred to as "pseudoeosinophils" in the literature. Heterophils are present in a number of animal species including birds, reptiles, amphibians, some fish, rabbits, guinea pigs, and hamsters. The functions of the leukocytes in rabbits and guinea pigs are similar to those of other mammals.

        Foa-Kurloff cells are a leukocyte type that is unique to guinea pigs. These are specialized mononuclear cells that contain an intracytoplasmic inclusion body of mucopolysaccharide. Although Foa-Kurloff cells can be present in the blood of both males and females, they are most commonly observed in blood smears from pregnant guinea pigs. These cells may be more prominent during pregnancy because they shift from the lungs and spleen to the thymus and placenta under estrogen stimulation. 1 Foa-Kurloff cells possibly function as natural killer cells 2 .

        Leukocytes of Rabbits

        Lymphocyte - The morphology of lapine lymphocytes is similar to that of other species. Lymphocytes have a large nucleus, that may be slightly indented, and a small amount of light blue cytoplasm. Although small lymphocytes predominate, large lymphocytes may be present. These cells are similar in size to heterophils (or neutrophils of other mammals). Large lymphocytes may occasionally contain azurophilic granules near the nuclear indentation. Reactive lymphocytes (immunocytes) are antigenically-stimulated lymphocytes that are larger cells with a more intensely blue cytoplasm (Fig. 1).

        شكل 1. A normal, small, well differentiated lymphocyte is on the left, while a larger, reactive lymphocyte with dark blue cytoplasm is on the right.

        Heterophil - Inexperienced microscopists often misidentify rabbit heterophils as eosinophils. Heterophils range from 10 to15 m in diameter. They have a light purple, lobulated nucleus surrounded by cytoplasm containing diffuse, variably-sized reddish granules. Heterophilic granules are generally smaller than those of eosinophils and may not occupy all of the cytoplasm. Although the nucleus is usually segmented, there may be infrequent band heterophils in the blood of healthy rabbits. Minor heterophil degranulation may accompany the use of rapid Romanowsky-type stains such as Diff-Quick. Stain-induced degraulation is presumed to be a sequel of short fixation time (5 to 10 seconds) during staining. Degranulated cells will resemble heterophils, but vacuoles will be present where the granules previously were located. Stain-induced degranulation should not be confused with toxic change in which the cytoplasm has a blue cast.

        الشكل 2. Normal rabbit heterophils have a lobulated nucleus and small, diffuse, red, cytoplasmic granules (left). Stain-induced degranulation of heterophils may be observed in some blood smears following Diff-Quik staining (right).

        Eosinophil - Eosinophils are slightly larger than heterophils and are 12 to 16 m in diameter. The nucleus stains purple and often appears bilobed. Intensely acidophilic, round, cytoplasmic granules are present that are larger and more numerous than the granules in heterophils.

        الشكل 3. Normal rabbit eosinophils have a lobulated nucleus and numerous, round, intensely red, cytoplasmic granules.

        Monocyte - Monocytes are the largest circulating leukocytes in health and measure 15 to 18 m in diameter. Monocytes have a large, variably-shaped nucleus with chromatin that appears less condensed than that of heterophils. The cytoplasm is abundant and stains gray to blue-gray. A few cytoplasmic vacuoles may be observed. Large, dark red granules have been described in the cytoplasm of some monocytes in association with nonspecific toxicity. 3

        الشكل 4. A rabbit monocyte with a nonlobated nucleus and abundant blue-gray cytoplasm.

        Basophil - Basophils have a light purple, lobulated nucleus and dark purple to purple-black cytoplasmic granules. They are approximately the same size as heterophils.

        الشكل 5. A rabbit basophil with a lubulated nucleus and chunky purple granules that partially obscure nuclear morphology.

        Comments Concerning the Hematology of Rabbits

        In contrast to some other mammals, 2 to 4% polychromasia may be a normal observation in stained blood smears of healthy rabbits. An occasional nucleated RBC or Howell Jolly body also may be present. The estimated lifespan of lapine RBCs is 57-67 days. 4 This relatively short erythrocytic lifespan is associated with increased polychromasia to replace senescent erythrocytes.

        Leukocyte counts are variable both between animals and for different samples from the same animal. The total leukocyte count is lowest in newborns and has dual peaks at 3 months and 12 months of age, with a decline between those time periods. 4 There is also diurnal variation in the leukocyte count with the nadir occurring in the late afternoon to evening. 5 Stress may increase total leukocyte count by 15 to 30%. 4

        The relative distribution of rabbit leukocyte subtypes is also variable. The lymphocyte is the most common leukocyte in the blood of young animals that are < 12 months of age. After 13 months of age, the heterophils and lymphocytes may be present in approximately equal numbers. 4 In contrast to many other mammals, healthy rabbits may have basophils ranging from 5 to 30% of the leukocyte differential count. 4 The following published reference ranges 4 provide the expected frequency of the total and differential leukocyte counts in rabbits: WBC = 6,300 - 10,060 cells / l segmented heterophils = 1,490 - 3,210 cells / l band heterophils = 0 cells / l lymphocytes = 3,360 to 7,000 cells / l monocytes = 50-450 cells / l eosinophils = 100-150 cells / l and basophils = 60-360 cells / l.

        Aberrations in the rabbit leukogram may be more difficult to interpret than those in most companion animals. Rabbits do not commonly develop a leukocytosis with bacterial infections, but may display an inverse heterophil:lymphocyte (H:L) ratio. Leukogram interpretation is complicated by the commonality of an inverse H:L ratio which occurs secondary to any source of stress (cortisol), including stress from transport or any chronic disease. Stressful events, such as that related to transport, may last for 24 to 48 hrs. 5 The processes of venipuncture and blood collection do not appear to have these effects. 5 Stress (endogenous cortisol release) should not be confused with an excitement (epinephrine release). Excitement should actually cause lymphocytosis, while stress may result in lymphopenia. The presence of other systemic signs of illness, such as fever or toxic changes, may help determine if leukogram changes are due to infectious causes.

        Due to the similarity in cell function across species, other changes in the leukogram may have the same general etiologies. Leukocytosis may occur with lymphosarcoma, especially if abnormal lymphocytes are present in the stained blood smear. Leukopenia, especially lymphopenia, may indicate chronic disease. Chronic parasitism may cause an eosinophilia. 3 Monocytosis, if present, suggests chronic inflammation.

        Rabbits may have a rare autosomal dominant genetic condition called Pelger-Hu t anomaly, which also has been described in people, dogs, and cats. This anomaly is characterized by granulocytic nuclear hyposegmentation with the retention of a coarse, mature chromatin pattern. Affected animals are typically heterozygotes. The homozygous state of Pelger-Hu t anomaly usually is lethal في الرحم however, the rare surviving rabbits have granulocytes with round to oval nuclei and an extremely coarse chromatin pattern, severe skeletal deformities including dyschondroplasia, and an increased neonatal mortality rate.

        Leukocytes of Guinea Pigs

        Lymphocyte - The appearance of lymphocytes in blood smears from guinea pigs is similar to that in other species. Small, well differentiated lymphocytes predominate and are slightly larger than RBCs. The larger lymphocytes are almost twice as large and may have azurophilic granules, as in the rabbit (Fig. 6).

        الشكل 6. Appearance of large and small lymphocytes in a stained blood smear from a guinea pig. The large lymphocyte at left has several metachromatic granules in the area of nuclear indentation.

        Heterophil - Heterophils of guinea pigs are 10 to 12 m in diameter. The nucleus of individual cells usually is purple, segmented, and has a dense chromatin pattern. The nuclei of some heterophils in females have a "drumstick" sex chromatin lobe. The cytoplasm has scattered acidophilic granules that are smaller than those of eosinophils. More of the cytoplasm is visible than in eosinophils.

        الشكل 7. The heterophil (upper right) has small, widely scattered, eosinophilic, cytoplasmic granules compared to the eosinophil (lower left) that has numerous, large, round, brightly eosinophilic, cytoplasmic granules.

        Eosinophil - Eosinophils are slightly larger than heterophils. The nucleus is less segmented and the cytoplasmic granules are larger, round, and bright red compared to heterophils of this species. Granules usually completely fill the cytoplasm (Fig. 7).

        Monocyte - Monocytes are the largest leukocyte in circulation. These cells have a variably-shaped nucleus, less condensed chromatin pattern, and moderately abundant blue-gray cytoplasm. Compared to lymphocytes, monocytes are larger and have darker, more abundant (Fig. 8).

        الشكل 8. Image of a monocyte to be added

        Basophil - Basophils are the same size as the other granulocytes. They have a purple, lobated nucleus and variably-sized, purple granules in the cytoplasm.

        الشكل 9. Image of a basophil to be added.

        Foa-Kurloff cells - Foa-Kurloff cells are unique to guinea pigs and capabaras. These mononuclear cells approximate the size of a large lymphocyte. They have a large, round, purple nucleus that is often eccentrically located and blue cytoplasm. The distinguishing characteristic of this cell is a very large, slightly granular, magenta, cytoplasmic inclusion body (Fig. 10).

        الشكل 10. Foa-Kurloff cell in the blood smear of a guinea pig. Notice the characteristic large, slightly granular, magenta, cytoplasmic inclusion.

        Comments Concerning the Hematology of Guinea Pigs

        The predominant circulating leukocyte in healthy guinea pigs is the lymphocyte. In contrast to the rabbit, basophils are rarely observed. Foa-Kurloff cells may comprise 3 to 4% of leukocyte differential count. 1 The published reference intervals for the total and differential leukocyte counts are as follows: 4 WBC = 8,220 - 14,000 cells / l segmented heterophils = 1,350 - 3,650 cells / l band heterophils = 0 10 cells / l lymphocytes = 5,470 - 10,550 cells / l monocytes = 60-560 cells / l and basophils = 0 20 cells / l.

        There are few publications on leukogram changes of guinea pigs with naturally occurring diseases. Guinea pigs experimentally infected with Trixacarus caviae (guinea pig mange mites) developed a heterophilia, monocytosis, eosinophilia, and basophilia. 6 Although guinea pigs are considered a tick-resistant species, they may develop an eosinophilia and basophilia in response to infestation with Amblyomma americanum 7 (lone star tick) and a significant basophilia in response to Rhipicephalus sanguineus (brown dog tick) . 8 Guinea pigs also have developed eosinophilia in response to اللولبية الشاحبة (syphilis) infections. 9

        1. Moore DM: Hematology of Rabbits and Hematology of the Guinea Pig. في : Feldman BF, Zinkl JG, Jain NC (eds): Schlam s Veterinary Hematology, 5th ed, Lippincott Williams & Wilkins, 2000, pp.1100-1110.

        2. Pouliot N, Maghni K, Blanchette F, وآخرون : Natural killer and lectin-dependent cytotoxic activities of Kurloff cells: Target cell selectivity, conjugate formation, and Ca++ dependency. Inflammation 20:647-671, 1996.

        3. Benson KG, Paul-Murphy J: Clinical pathology of the domestic rabbit: Acquisition and interpretation of samples. Vet Clin N Am Exotic Anim Pract 2:539-552, 1999.

        4. Campbell TW: Mammalian hematology: Laboratory animals and miscellaneous species. في: Thrall MA: Veterinary Hematology and Clinical Chemistry, 1st ed, Lippincott Williams and Wilkins, 2004, pp. 211-224.

        5. Harcourt-Brown F. Textbook of Rabbit Medicine, 1st ed, Elsevier Science Limited, 2002, pp.142-147.

        6. Rothwell TLW, Pope SE, Rajczyk ZK, Collins GH: Haematological and pathological responses to experimental Trixacarus caviae infection in guinea pigs. J Comp Pathol 104:179-185, 1991.

        7. Brown SJ, Askenase PW: Blood eosinophil and basophil responses in guinea pigs parasitized by Amblyomma americanum ticks. Am J Trop Med Hygiene 31:593-598, 1982.

        8. Szabo MPJ, Aoki VL, Sanches FPS, وآخرون : Antibody and blood leukocyte response in Rhipicephalus sanguineus tick-infested dogs and guinea pigs. Vet Parasitol 115:49-59, 2003.

        9. Wicher V, Scarozza AM, Ramsingh AI, وآخرون : Cytokine gene expression in skin of susceptible guinea-pig infected with اللولبية الشاحبة . Immunology 95:242-247, 1998.

        إعتراف

        "Ranch Rabbit", an acrylic painting by Malcolm Furlow, is from the Creative Expressions Gallery website and permission to use has been requested. Web Design by Lois Klesa Morrison


        INVESTIGATION OF THE MIGRATORY ACTIVITY OF HOPLOBATRACHUS RUGULOSUS NUCLEAR ERYTHROCYTES AND LEUKOCYTES

        Методом теста под агарозой изучены особенности миграционной активности ядерных эритроцитов и лейкоцитов у Hoplobatrachus rugulosus при разной температуре инкубации в опытах in المختبر. Установлено, что при повышении и понижении температуры инкубации по сравнению с комнатной температурой площадь спонтанной миграции ядерных эритроцитов увеличивается и уменьшается соответственно. Для лейкоцитов данный показатель повышается при уменьшении температуры по сравнению с комнатной температурой. При всех изучаемых температурах инкубации площадь спонтанной миграции у эритроцитов была высше, чем у лейкоцитов.

        Ключевые слова: миграционная активность, ядерные эритроциты, лейкоциты, лягушки.

        Tran Thi-Phuong-Dung 1 , Nguyen Vo-Thuan-Thanh 1 , Vo Van-Thanh 2

        1 Lecturers, 2 ORCID: 0000-0001-5553-0242, Lecturer, Postgraduate student, Ho Chi Minh City University of Education, Vietnam

        INVESTIGATION OF THE MIGRATORY ACTIVITY OF HOPLOBATRACHUS RUGULOSUS NUCLEAR ERYTHROCYTES AND LEUKOCYTES

        By using method of the test under agarose, the features of erythrocyte and leukocyte migration activity in Hoplobatrachus rugulosus at different incubation temperature under condition invitro were studied. It is ascertained that raising and lowering the incubation temperature led to the increase and decrease of migratory activity, respectively, compared with room temperature. For leukocytes, this indicator was increased at reduced temperature, compared with room temperature. At all studied incubation temperatures, the area of spontaneous migration in erythrocytes was higher than that in leukocytes.

        الكلمات الدالة: migratory activity, nuclear red blood cells, white blood cells, frog.

        مقدمة

        In the study of the mechanisms of adaptation, the study of the blood system might be one of the approaches, which directly or indirectly reacts to changes in the environment, objectively reflects the physiological status and allows to forecast the direction of adaptive reactions in the body.

        Under the action of extreme factors on the organism, which include temperature, homeostatic constants will be changed. Hemocytes, especially white blood cells, having a high reactivity, are quickly included in the adaptation reactions. They are capable of non-specific response to alternating exposure. There are studies which report on the positive impact of high temperature on the factors of nonspecific resistance and immunegenesis.

        In recent years, much attention has been paid to the study of migration and phagocytic activities of vertebrate animal blood cells [2, 6, 7, 10, 15]. The features of spontaneous migration and migration, stimulated by different substances of leukocytes under the changed functional and pathological conditions of organism were studied. The migration is one of the phases of the protective functions in the phagocytic blood cells [3–5, 8]. It’s known that the low vertebrate erythrocytes are capable of absorption of alien particles [13, 14]. However, scientific research regarding the features of migration reactions in nuclear erythrocytes and leukocytes remains little studied.

        The purpose of our study was investigation of the migratory activity of Hoplobatrachus rugulosus leukocytes and nuclear erythrocytes under the action of temperature factor.

        المواد والطرق

        Experiments were carried out on frogs Hoplobatrachus rugulosus (30 individuals). The objects of the study were erythrocytes and leukocytes. The research was carried out in Ho Chi Minh City University of Education (Vietnam) at the Department of Anatomy and Physiology.

        Peripheral blood taken from ether-narcotized frogs. Blood samples were from the heart. As an anticoagulant, heparin was used in a ratio of 10 units of heparin per 1 mL of blood suspension. [11]. The received blood samples were centrifuged for 10 min at a relative centrifugal force equal to 400g [10]. The leukocyte-rich lower part of the plasma and the leukocyte ring were collected. The washed and re-suspended red and white blood cells were counted in Goryaev chamber. In this work an isotonic solution (0.6% solution of NaCl) was used.

        Spontaneous locomotion activity of hemocytes was evaluated in a test migration under agarose. Classic method described in many transactions [11] was used as the basic method (M. Z. Fedorova and V. N. Levin modification [8]). Hemocyte suspension containing about 300 thousand cells (were diluted with isotonic solution) was placed into the well cut out in the agarose gel applied on the object glass. The object glasses with erythrocytes and leukocytes were incubated at anaerobic conditions at temperatures of 20°C ­ in the refrigerator, 37°C ­ in thermostat, control ­ at room temperature (28 o C). One day later the cells were fixed for one hour with 10% glutaraldehyde. Then agarose was removed. Using the Romanovsky technique, hemocytes were stained with azure-eosin. The spontaneous migration areas of blood cells were determined using the software ImageJ 1.47v.

        The obtained results were treated by methods of the statistical variation with the use of special software on a computer. The significance of differences was determined by Student’s t-criterion. The level of statistical significance was p≤0.05.

        Migratory activity of blood cells was evaluated by area of their distribution after 24 hours of incubation. Indicators of the area of spontaneous migration of Hoplobatrachus rugulosus hemocytes at different incubated temperatures are shown in the table.

        Table 1 – Area of the distribution of Hoplobatrachus rugulosus blood cells after 24 hours of incubation at different temperatures, mm 2

        نوع من الخلايا

        كريات الدم الحمراء

        Notes: a, b, c – significant difference of indicator in a single row
        A, B – significant difference of indicator in a single column (p≤0.05)

        The table shows that the area of distribution of erythrocytes was significantly changed by different incubated temperatures. When temperature of the incubation increases to 37 o C, the area of spontaneous migration of red blood cells increases by 9.06% compared with incubation at 28 o C. At reduced incubation temperature to 20 o C, migration area was 19/65% lower than that at temperature of 28 o C.

        In leukocytes is observed the opposite pattern. At elevated temperature of the incubation, the changes of migration area of leukocyte were not observed (see the table). When temperature of the incubation reduces to 20 o C, the area of spontaneous migration increases by 12.59% compared with room temperature.

        Comparative analysis of the migration area of erythrocytes and leukocytes is shown that at incubated temperatures of 20, 28 and 37 o C, migration area of red blood cells was 24.94, 46.44 and 53.36%, respectively, higher than that of white blood cells.

        It is known that for the realization of functions of phagocytes necessary to have the presence and a certain value of the “membrane reserve”, embedded in the folding of plasma membrane. The reserve of plasma membrane can be used in the formation of pseudopodia in red blood cells (except mammals), leukocytes and platelets at amoeboid movement [10, 11]. At the expense of membrane folds, passing through the narrow capillaries, phagocytes are deformed with an increase in surface area at constant volume [9-11]. The value of membrane reserve of mammal leukocytes (and especially, of human) was well studied. In nuclear red blood cells of amphibians also was revealed the presence and studied the value of “membrane reserve” that allows to implement the migration reaction and phagocytosis [12]. In studies conducted by us revealed that red blood cells of amphibians migrate.

        It can be assumed, that enhancement of spontaneous locomotion of cells with increasing incubation temperature is a consequence of the activation of plasmalemma caused by thermal factor. An indirect confirmation of this is the work [5], which stated that the increase in hemocyte activity occurs not only in inflammation, but can be caused by various by nature agents.

        It is known that while decreasing the ambient temperature, in the frogs is reduced body temperature and sharply limited motor activity [1]. The obtained results about migration activity of the blood cells by lowering the incubation temperature to 20°C are consistent with functional activity of animals [1]. Decrease or increase in temperature for the blood cells of functionally active animals is a factor that contributes to the activation of plasmalemma and increased motor activity of the cells.

        At all studied incubation temperatures, migration area of erythrocytes was higher than that of leukocytes. This is confirmed by the work of Chernyavskikh, which states that under the same conditions of incubation, the red blood cells migrated edge of the incubation hole more active than white blood cells [9].

        Список литературы / References

        1. Акуленко Н.М. Сезонная динамика эритропоэза и его топографическое распределение у лягушки озерной // Запорізького національного університету. – 2008. – C. 5.
        2. Галактионов В.Г. Эволюционная иммунология / В.Г. Галактионов. – М.: Академкнига. – 2005. – 408 c.
        3. Ерюхин И.А. Воспаление как общебиологическая реакция: на основе модели острого перитонита / И.А. Ерюхин, В.Я. Белый, В.К. Вагнер. – Л.: Наука. – 1989. – 262 c.
        4. Козинец Г.И. Кровь и инфекция / Г.И. Козинец, В.В. Высоцкий, В.М. Погорелов и др. – М.: Триада-фарм. – 2001. – 456 c.
        5. Маянский А.Н. Очерки о нейтрофиле и макрофаге / А.Н. Маянский, Д.Н. Маянский. – Новосибирск: Наука. –1989. – 344 c.
        6. Меньшиков И.В. Основы иммунологии. Лабораторный практикум / И.В. Меньшиков, Л.В. Бедулева. – Ижевск: Изд. Дом «Удмуртский университет». – 2001. – 136 c.
        7. Мечников И.И. Лекции по сравнительной патологии воспаления / И.И. Мечников. – Москва. – 1954.
        8. Федорова М.З., Левин В.Н. Спонтанная миграция нейтрофилов крови в смешанной популяции лейкоцитов и ее изменения под влиянием веществ аутоплазмы при различных функциональных состояниях организма / М.З. Федорова, В.Н. Левин // Клиническая лабораторная диагностика. –2001. – № 5. – C. 16–19.
        9. Чернявских С.Д. Миграционная активность гемоцитов позвоночных животных при различной температуре // Научные ведомости Белгородского государственного университета. Серия Естественные науки. –2011. –№ 14 (3 (98)). – C. 150–154.
        10. Chernyavskikh S.D. Reorganization of actin cytoskeleton of nuclear erythrocytes and leukocytes in fish, frogs, and birds during migration / S.D. Chernyavskikh, M.Z. Fedorova, Vo Van Thanh, Do Huu Quyet // Cell and Tissue Biology. – 2012. – № 4 (6). – P. 348–352.
        11. Duglas S. Investigation into Phagocytosis in the Clinical Practice / S. Duglas, P. Kui. – Moscow: Medicina. –1983. –112 p.
        12. Fedorova M.Z. Comparative evaluation of morphofunctional organization of nucleated blood cells of vertebrate animals / M.Z Fedorova, S.I. Golovko, S.D. Chernyavskikh // Journal of Evolutionary Biochemistry and Physiology. – 2012. – Vol. 48, Issue 2. – P. 209–213
        13. Prunesco P. Natural and experimental phagocytosis by erythrocytes in amphibians / P. Prunesco // Nature: New Biology. – 1971. – № 22 (231). – P. 143–144.
        14. Prunesco P. Phagocytosis by avian red cells / P. Prunesco, C. Prunesco // The Science of Nature. – 1972. – № 1 (59). – P. 41.
        15. Raffel T.R. Negative effects of changing temperature on amphibian immunity under field conditions / T.R. Raffel, R. Rohr, J.M. Kiesecker, P.J. Hudson // Functional Ecology. – 2006. – № 5 (20). – P. 819–828.

        Список литературы на английском языке / References في إنجليزي


        شاهد الفيديو: معادلة عد خلايا الدم باستخدام الهيموسيتوميتر.. شرح مبسط!!! (كانون الثاني 2022).